RITA MAURÍCIO RODRIGUES 
 
 
 
 
 
CONTRIBUIÇÃO PARA O ESTUDO DE BIOFILMES DE 
ESPESSURA CONTROLADA - IDADE DO BIOFILME 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISBOA 
2009 


 
2 
ISBN 
 Month 2009 
RITA MAURÍCIO RODRIGUES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LEGAL DEPOSIT Nº. 
         ISBN: 978-972-8893-21-7 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Departamento de Ciências e Engenharia do Ambiente 
Faculdade de Ciências e Tecnologia 
Universidade Nova de Lisboa 
Campus da Caparica 
Quinta da Torre 
2029-516 Caparica 
Portugal 


 
 
 
 
 
 
 
CONTRIBUIÇÃO PARA O ESTUDO DE BIOFILMES DE 
ESPESSURA CONTROLADA - IDADE DO BIOFILME 
 
 
 
 
 
Dissertação apresentada para obtenção do grau 
de Doutor em Engenharia Sanitária pela 
Universidade Nova de Lisboa,  
Faculdade de Ciências e Tecnologia  
 
 
 
 
 
 
LISBOA  
2009 

i 
DECLARAÇÃO DO AUTOR 
 
A preparação deste manuscrito, incluindo a sua concepção, execução técnica interpretação 
dos resultados e preparação de artigos publicados incluídos nesta dissertação foram 
preparados de acordo com o nº. 2 do art. 8 do Decreto-Lei nº. 388/70. 
 
Rita Maurício Rodrigues 
 
 
 
ii 
iii 
AGRADECIMENTOS 
 
Gostaria de expressar os meus sinceros agradecimentos às seguintes pessoas: 
 
Ao Prof. Doutor Fernando Santana pela orientação desta tese, pela confiança depositada 
durante todos estes anos de trabalho em comum, pelas oportunidades que me tem dado, 
pela incondicional disponibilidade e principalmente pela grande amizade e carinho que 
sempre fez questão de demonstrar. 
 
À Prof. Doutora Leonor Amaral pelas discussões científicas e ajuda na elaboração deste 
trabalho. À Prof. Leonor gostaria ainda de agradecer a incondicional amizade que sempre 
demonstrou durante todos estes anos de trabalho em comum, o espírito de cooperação e 
entreajuda e por todas as conversas de apoio nos momentos menos bons da preparação 
desta dissertação. 
 
Ao Prof. Doutor Rui Ganho pelas oportunidades que me tem dado e pela amizade e carinho 
que sempre demonstrou. 
 
Ao Prof. Doutor Carlos Dias pela ajuda e cedência de equipamento usado no 
desenvolvimento desta tese. 
 
Ao Prof. Doutor João Pais pela ajuda e disponibilidade na realização das fotografias através 
de microscopia electrónica. 
 
Um agradecimento muito especial ao meu colega Mário Diniz pela camaradagem, espírito 
de entreajuda e enorme amizade que se tornaram fundamentais e imprescindíveis para a 
realização deste trabalho. 
 
Ao Francisco Silva, José Drumond, Jorge Imaginário e Luísa Caldeira pela enorme ajuda 
dada em todo o trabalho experimental e preparação final da tese. À Celma Padamo pela 
amizade e apoio que sempre me deu. 
 
Aos meus amigos e família pela ajuda, apoio e interesse com que sempre acompanharam a 
evolução deste trabalho. 
 
Finalmente, um agradecimento muito especial ao Vitinho e aos meus pais pelo apoio 
incondicional na realização deste trabalho. 
 
Gostaria de dedicar este trabalho ao meu filho Vasco e ao meu avô João. 
 
iv 
v 
Abstract 
Biofilms have been object of extensive studies, mainly focused on the study of the kinetic 
process (reaction, diffusion or both) and modelling, or on the study of its characteristics 
(structure, density, thickness), Boaventura e Rodrigues, (1998), Deront et al., (1998), Hinson 
et al., (1996), e Seker et al., (1995), Wasche et al., (2002). 
With the exception of some strict kinetic formalisms, the biofilm thickness constitutes a basic 
parameter for analysis of the mechanisms of mass transfer, namely implications to the 
penetration (total or partial) of liquid and gaseous phases in the colonies that constitute the 
biofilm itself. 
Although incorporating biofilm thickness, most of the works on this domain, are based on 
biofilm thickness increase with time, in result of microbiological growth, i.e. the biofilm 
thickness is a self-controled parameter.  
The present work aimed at the study of the influence of the biofilm thickness in the 
degradation process of an organic substrate. The work included the construction of a special 
experimental device to perform with biofilms with constant (in time) thicknesses. The 
measure of biofilm thickness was also made indirectly by introducing the concept of biofilm 
age. 
The degradation of a simple organic substrate was studied by keeping constant the biofilm 
age, through a set of parallel reactors, and with the substitution of the support with pre-
formed biofilms. 
Another objective of this work was the development of a non-destructive, on line, method for 
biofilm thickness evaluation. The method is based on the mesurement of the electric 
capacitance of a field that includes the biofilm. This method has allowed for the analysis of 
the biofilm without its removal from the support, avoiding the limitations of other methods that 
perform separately from the biorecators (Gjaltema, et al., 1995).  
Results have shown the importance of biofilm age and consequently its thickness as a 
relevant parameter in the biodegradation process and that it might be advantageous to 
operate fixed biomass systems where thickness is a controlled parameter. 
 
 
 
 
vi 
 
vii 
Resumo 
Os biofilmes têm sido objecto e extensa actividade de investigação, principalmente centrada 
quer no estudo do tipo de cinética (reaccional, difusional ou mista) e respectiva modelação, 
quer no conhecimento das suas características (estrutura, densidade, espessura) de que se 
salientam os trabalhos de Boaventura e Rodrigues, (1998), Deront et al., (1998), Hinson et 
al., (1996), e Seker et al., (1995), Wasche et al., (2002)  
Exceptuando os formalismos cinéticos estritamente reaccionais, a espessura do biofilme 
constitui um parâmetro fundamental para análise dos mecanismos de transferência de 
massa, designadamente das implicações da penetração (total ou parcial) da fase líquida e 
gasosa nas colónias que constituem o biofilme. 
A generalidade dos trabalhos de teorização deste domínio, embora incorporem a influência 
da espessura do biofilme, têm-se baseado em resultados de experiências em que a 
espessura aumenta progressivamente no tempo, em resultado do crescimento 
microbiológico verificado no filme, isto é, a espessura é um parâmetro que se autocontrola. 
O presente trabalho pretendeu estudar a influência da espessura do biofilme no processo de 
degradação de um substrato orgânico, através de espessuras constantes no tempo, obtidas 
com um dispositivo experimental especialmente concebido para produzir biofilmes de 
determinada espessura. Utilizando-se o tempo como medida indirecta deste parâmetro, 
introduziu-se o conceito de “idade do biofilme”. 
Assim, através de um conjunto de reactores em paralelo, e por substituição do suporte com 
filmes pré-formados, estudou-se a degradação de um substrato orgânico simples mantendo 
constante a idade do biofilme. 
O presente trabalho teve também como objectivo o desenvolvimento de um método de 
medição “on-line”, não invasivo, da espessura do biofilme. O método, baseado na medição 
da capacidade eléctrica de um campo que incorpora o biofilme, para além de não implicar a 
remoção da biomassa do suporte para efectuar medições, não tem as limitações de outros 
realizados em dispositivos separados do reactor em estudo (Gjaltema, et al., 1995).  
Os resultados obtidos, permitiram constatar que a idade do biofilme e, consequentemente, a 
sua espessura, é um parâmetro que desempenha um papel fundamental na degradação de 
um substrato orgânico, podendo ser vantajoso explorar sistemas de biomassa fixa em que a 
espessura se regule e não seja determinada apenas pelo natural autocontrolo. 
 
 
viii 
 
ix 
SÍMBOLOS E ABREVIATURAS 
 
A – área do biodisco (L
2
) 
AFM - microscopia atómica  
b – taxa de respiração endógena (T
-1
) 
BbMs - biomass based models ou modelos baseados na biomassa 
BAP - produtos associados à biomassa  
C - capacidade eléctrica (Farad) – (M
-1 
L
-2 
T
4 
I
2
) 
C
S
 – concentração de substrato (M L
-3
) 
C
X
 - concentração de biomassa (M L
-3
) 
C
N
 – concentração de azoto (M L
-3
) 
C
O
 – concentração de oxigénio (M L
-3
) 
CA - cellular automaton ou célula autónoma 
CBO
5
 - carência bioquímica de oxigénio (M L
-3
) 
CLSM - microscopia laser confocal de varrimento  
CQO - carência química de oxigénio (M L
-3
) 
CI - carbono inorgânico (M L
-3
) 
CT - carbono total (M L
-3
) 
D – coeficiente de difusão (L
2
 T
-1
) 
f
D  – coeficiente de difusão (L
2
 T
-1
) 
DOC – carbono orgânico dissolvido (M L
-3
) 
e - constante dieléctrica do meio(M
-1 
L
-3 
T
4 
I
2
) 
e
o
 - permitividade do vazio (M
-1 
L
-3 
T
4 
I
2
) 
EPS - substâncias poliméricas extracelulares  
G – coeficiente de difusão da lactose (L
2 
T
-1
) 
IbM - individual-based modelling ou modelos baseados no indivíduo 
Id – Idade do biofilme (T) 
S
J   – fluxo de substrato (M L
-2
 T
-1
) 
J
x
 - fluxo de massa (M L
-2
 T
-1
) 
K – constante de degradação do substrato (L T
-1
) 
K
i
 - constante de inibição do substrato (L T
-1
) 
K
S
 – constante de saturação de Monod (M L
-3
) 
L
f
 ou esp. - espessura do biofilme (L) 
M
X
 - quantidade de biomassa (matéria seca) (M) 
r - taxa de reacção (M L
-3
 T
-1
) 
r
A
 - fluxo mássico por unidade de área de biofilme (M L
-2
 T
-1
) 
r
loss
 –
 
 taxa relativa à perda de biomassa (M L
-3
 T
-1
) 
r
S
 – taxa de reacção do substrato (M L
-3
 T
-1
) 
 
x 
r
X
 – taxa de reacção especifica da espécie microbiológica (M L
-3
 T
-1
) 
rX - fluxo mássico por unidade de volume de biofilme (M L
-3
 T
-1
) 
S – concentração do substrato (M L
-3
) 
S
0
 - concentração da solução de alimentação (M L
-3
) 
S
1
 - concentração do substrato à saída do reactor (M L
-3
) 
S* - concentração do efluente na interface líquido / biofilme (M L
-3
) 
S
f
  – concentração de substrato no biofilme (M L
-3
) 
S
min
- concentração abaixo da qual os microrganismos não conseguem utilizar substrato (ML
-3
) 
S
N*
 - concentração de azoto (M L
-3
) 
S
DO*
 - concentração de oxigénio (M L
-3
) 
SEM - microscopia electrónica de varrimento  
SST – concentração de sólidos suspensos totais (M L
-3
) 
SSV - concentração de sólidos suspensos voláteis (M L
-3
) 
t
c
 – tempo de consolidação (T) 
TEM - microscopia electrónica de transmissão  
Uc - razão de consolidação  
F
u  - velocidade com que a biomassa se desprende do meio de suporte (L T
-1
) 
L
u  - velocidade na superfície do biofilme (L T
-1
) 
UAP - produtos associados à utilização de substrato  
UMCCA – modelo multi-componente e unificado  
v
O
 - taxa de consumo de oxigénio (M L
-3
 T
-1
) 
V
max,N
 - taxa máxima específica de consumo de azoto (M L
-3
 T
-1
) 
v
N
 - taxa de consumo de azoto (M L
-3
 T
-1
) 
X
a
 - biomassa activa (M L
-3
) 
X
f
  – densidade celular (M L
-3
) 
X
res
 - biomassa inerte (M L
-3
) 
Y – taxa de conversão biomassa / substrato eliminado (rendimento) (-) 
O
Y  - rendimento de crescimento celular devido ao oxigénio (receptor de electrões) (-) 
N
Y  - rendimento de crescimento celular devido ao azoto (dador de electrões) (-) 
Z   – distância perpendicular ao meio de suporte (L) 
µ – taxa específica de crescimento dos microrganismos (T
-1
) 
µ
máx
 – taxa específica máxima de crescimento dos microrganismos (T
-1
) 
Φ - Módulo de Thiele (-) 
δ - espessura do biofilme (L) 
 
 
 
xi 
ÍNDICE 
 
Declaração do Autor .............................................................................................................i 
Agradecimentos ................................................................................................................. iii 
Abstract ...................………………………………………… ……………………………...…...v 
Resumo .....................………………………….…………………………………………...…...vii 
Símbolos e Abreviaturas ...........…..………….…………………………………….……...…...ix 
 
1. Introdução ...... .................................................................................................................1 
1.1. Aspectos gerais do tratamento de águas residuais ....... ……..…………….……………1 
1.2. Evolução dos sistemas de tratamento de águas residuais ...........……….……………..1 
1.3. Biofilmes... ....................................................................................................................6 
1.3.1 Introdução ....................... ...........................................................................................6 
1.3.2. Estrutura dos biofilmes........................ ......................................................................7 
1.3.3. Métodos de análise de biofilmes............. ..................................................................9 
1.3.4. Modelação de biofilmes............ ...............................................................................11 
1.3.5. Evolução da modelação de biofilmes............. ………………..……………………….13 
1.3.6. Desenvolvimento recente da modelação de biofilmes.............. …………...………..24 
1.3.7. Cinética de reacção biológica ..............………………………...………………………34 
2. Objectivos. .....................................................................................................................37 
3. Plano experimental ................ .......................................................................................39 
3.1. Descrição geral .......... ................................................................................................39 
4. Materiais e Métodos.................................................................................... ……………41 
4.1. Materiais.......................................................................................... …………………..41 
4.1.1. Substrato............................................................................................... ……………41 
4.1.2. Dispositivos experimentais.................................................................... ……………41 
4.1.2.1. Para a obtenção de biofilmes de idade constante ............................... …………..41 
4.1.2.2. Para medição da espessura do biofilme .........................................………………43 
4.1.2.3. Para medição da capacidade eléctrica ..........................................……………….44 
4.1.2.4. Para verificação de eventuais processos de adsorção ao meio de suporte . ……45 
4.2. Métodos...........................................................…………………………………………..45 
4.2.1. Carbono orgânico total (DOC).....................................................……………………46 
4.2.2. Carência química de oxigénio (CQO) ................................... ………………………..46 
4.2.3. Sólidos suspensos totais (SST), Sólidos suspensos voláteis (SSV) .................…..46 
4.2.4. pH............................................................................…………………………………..47 
4.2.5. Oxigénio dissolvido ...................................................................……………………..47 
4.2.6. Capacidade eléctrica.............................................................. ……………………….47 
4.2.7. Microscopia electrónica........................................................... ………………………48 
 
xii 
4.3. Modo operatório ............................... ……………………………………………………..49 
5. Resultados ............................................................. ……………………………………….55 
5.1. Introdução ........................................................... ……………………………………….55 
5.2. Resultados da Fase 0 ......................................... ……………………………………….56 
5.3. Resultados da Fase 1 ......................................... ……………………………………….60 
5.4. Resultados da Fase 2 ......................................... ……………………………………….64 
5.5. Resultados da Fase 3 ......................................... ……………………………………….71 
6. Discussão................................................................................................... …………….99 
7. Conclusões e perspectivas de trabalho futuro ........................................................….105 
8. Referências…….......................................................................................................... 107 
 
 
Anexos…….. ................................................................................................................... 119 
Anexo 1.... ....................................................................................................................... 120 
Anexo 2.... ....................................................................................................................... 123 
Anexo 3.... ....................................................................................................................... 132 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xiii 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1 –  Etapas de formação de um biofilme ....................................................................... 7 
Figura 2 –  Diferentes formas registadas através de A – AFM; B - CLSM; C -SEM; D 
- TEM .................................................................................................................... 10 
Figura 3 –  Evolução conceptual da modelação de biofilmes. (A) – Biofilme com 
estrutura homogénea; (B) Biofilme multinutriente e multiespécie; (C) 
Biofilme heterogéneo composto por colónias de biomassa separadas por 
canais ................................................................................................................... 13 
Figura 4 – Instalação piloto..................................................................................................... 42 
Figura 5 –  Aspectos da Instalação Piloto (A – Vista geral: B – Sistema de 
alimentação; C – Dispositivo para medição da espessura de biofilme;  
D – Detalhe dos reactores de discos biológicos)................................................... 43 
Figura 6 –  Micrómetro utilizado para medição da espessura de biofilme.............................. 43 
Figura 7 – Dispositivo experimental para medição da capacidade eléctrica .......................... 44 
Figura 8 – Adaptação da instalação para ensaios de verificação de adsorção de 
substrato ao meio de suporte ................................................................................ 45 
Figura 9 – Esquema do dispositivo construído para medição da capacidade eléctrica ......... 48 
Figura 10 – Medição e Registo da capacidade eléctrica e da espessura do biofilme.  
(A – Micrómetro; B – Aparelho medidor e registador da capacidade 
eléctrica) ................................................................................................................ 48 
Figura 11 – Exemplificação do modo operatório para obtenção de biofilmes com 
idades compreendidas entre 0,5 e 1 dia................................................................ 52 
Figura 12 – Exemplificação do modo operatório para obtenção de biofilmes com 
idades compreendidas entre 3 e 4 dias................................................................. 53 
Figura 13 – Exemplificação do modo operatório para obtenção de biofilmes com 
idades compreendidas entre 5 e 6 dias................................................................. 53 
Figura 14 – Exemplo da evolução da concentração de substrato num reactor........................ 55 
Figura 15 – Ensaio Contínuo com S
0
=500mgO
2
/l–CQO. Valores registados em CQO........... 57 
Figura 16 – Ensaio Contínuo com S
0
=1000mgO
2
/l–CQO. Valores registados em CQO......... 57 
Figura 17 – Ensaio continuo com S
0
=500mgO
2
/l–CQO. Valores registados em DOC ............ 57 
Figura 18 – Ensaio continuo com S
0
=1000mgO
2
/l–CQO. Valores registados em DOC .......... 57 
Figura 19 – Valores médios de CT no reactor .......................................................................... 59 
Figura 20 - Valores médios de CI no reactor ........................................................................... 59 
Figura 21 – Evolução da capacidade eléctrica do biofilme a diferentes frequências ............... 60 
Figura 22 – Variação da capacidade eléctrica com a espessura do biofilme ........................... 61 
Figura 23 – Correlação entre a espessura e a capacidade eléctrica do biofilme ..................... 62 
 
xiv 
Figura 24 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 2............. 66 
Figura 25 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 2................ 66 
Figura 26 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 2................ 66 
Figura 27 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 2................ 66 
Figura 28 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 2................ 66 
Figura 29 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 2................ 66 
Figura 30 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 2............. 67 
Figura 31 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 2................ 67 
Figura 32 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 2................ 67 
Figura 33 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 2................ 67 
Figura 34 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 2................ 67 
Figura 35 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 2................ 67 
Figura 36 – Valores de SST registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 2.............. 68 
Figura 37 – Valores de SST registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 2................. 68 
Figura 38 – Valores de SST registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 2................. 68 
Figura 39 – Valores de SST registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 2................. 68 
Figura 40 – Valores de SST registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 2................. 68 
Figura 41 – Valores de SST registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 2................. 68 
Figura 42 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 2.............. 69 
Figura 43 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 2................. 69 
Figura 44 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 2................. 69 
Figura 45 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 2…............. 69 
Figura 46 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 2................. 69 
Figura 47 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 2................. 69 
Figura 48 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 3............. 72 
Figura 49 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 3................ 72 
Figura 50 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 3................ 72 
Figura 51 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 3................ 72 
Figura 52 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 3................ 72 
Figura 53 – Valores de DOC registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 3................ 72 
Figura 54 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 3............. 73 
Figura 55 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 3................ 73 
Figura 56 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 3................ 73 
Figura 57 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 3................ 73 
Figura 58 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 3................ 73 
Figura 59 – Valores de CQO registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 3................ 73 
Figura 60 – Valores de SST registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 3.............. 74 
Figura 61 – Valores de SST registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 3................. 74 
xv 
Figura 62 – Valores de SST registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 3................. 74 
Figura 63 – Valores de SST registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 3................. 74 
Figura 64 – Valores de SST registados e médios diários para Id 4 a 5 dia. Fase 3................. 74 
Figura 65 – Valores de SST registados e médios diários para Id 5 a 6 dia. Fase 3................. 74 
Figura 66 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 0,5 a 1 dia. Fase 3.............. 75 
Figura 67 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 1 a 2 dia. Fase 3................. 75 
Figura 68 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 3................. 75 
Figura 69 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 3................. 75 
Figura 70 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 2 a 3 dia. Fase 3................. 75 
Figura 71 – Valores de SSV registados e médios diários para Id 3 a 4 dia. Fase 3................. 75 
Figura 72 – Aspecto do biofilme com idade entre 0,5 e 1 dia com S
0
 = 500 mgO
2
/l – 
CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, respectivamente.............................................. 76 
Figura 73 – Aspecto do biofilme com idade entre 1 e 2 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – 
CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, respectivamente.............................................  76 
Figura 74 – Aspecto do biofilme com idade entre 2 e 3 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – 
CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, respectivamente.............................................  77 
Figura 75 – Aspecto do biofilme com idade entre 3 e 4 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – 
CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, respectivamente.............................................  77 
Figura 76 – Aspecto do biofilme com idade entre 4 e 5 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – 
CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, respectivamente.............................................  78 
Figura 77 – Aspecto do biofilme com idade entre 5 e 6 dias com uma alimentação de 
500 mgO
2
/l – CQO e de 1000 mgO
2
/l – CQO, respectivamente. .........................  78 
Figura 78 – Valores médios diários (DOC) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 2.................................................................................................................... 79 
Figura 79 – Valores médios diários (DOC) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 3.................................................................................................................... 79 
Figura 80 – Valores médios diários (CQO) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 2.................................................................................................................... 79 
Figura 81 – Valores médios diários (CQO) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 3.................................................................................................................... 79 
Figura 82 – Valores médios diários (SST) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 2.................................................................................................................... 80 
Figura 83 – Valores médios diários (SST) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 3.................................................................................................................... 80 
Figura 84 – Valores médios diários (SSV) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 2.................................................................................................................... 81 
 
 
xvi 
Figura 85 – Valores médios diários (SSV) para as idades de biofilme analisadas – 
Fase 3.................................................................................................................... 81 
Figura 86 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para 
as idades de biofilme analisadas. - Fluxos mássicos calculados através 
de valores registados em DOC – Fase 2 .............................................................. 82 
Figura 87 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para 
as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através 
de valores expressos em CQO – Fase 2............................................................... 83 
Figura 88 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de 
ensaio, para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos 
calculados através de valores expressos em DOC (g C/m
3
.h) – Fase 2............... 83 
Figura 89 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de 
ensaio, para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos 
calculados através de valores expressos em CQO (g O
2
/m
3
.h) – Fase 2 ............. 84 
Figura 90 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para 
as idades de biofilme analisadas. - Fluxos mássicos calculados através 
de valores expressos em DOC – Fase 3............................................................... 85 
Figura 91 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para 
as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através 
de valores expressos em CQO - Fase 3 ............................................................... 85 
Figura 92 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de 
ensaio, para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos 
calculados através de valores expressos em DOC (g C/m
3
.h) – Fase 3............... 86 
Figura 93 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de 
ensaio, para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos 
calculados através de valores expressos em CQO (gO
2
/m
3
.h) – Fase 3 .............. 86 
Figura 94 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 1º dia de ensaio – Fase 2 ...................................................... 87 
Figura 95 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 2º dia de ensaio – Fase 2 ...................................................... 87 
Figura 96 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 3º dia de ensaio – Fase 2 ...................................................... 87 
Figura 97 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 4º dia de ensaio – Fase 2 ...................................................... 87 
Figura 98 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 5º dia de ensaio – Fase 2 ...................................................... 88 
Figura 99 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 6º dia de ensaio – Fase 2.................................................... 88 
xvii 
Figura 100 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 7º dia de ensaio – Fase 2................................................88 
Figura 101 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 8º dia de ensaio – Fase 2................................................88 
Figura 102 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 9º dia de ensaio – Fase 2................................................88 
Figura 103 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 10º dia de ensaio – Fase 2..............................................88 
Figura 104 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 1º dia de ensaio – Fase 2................................................89 
Figura 105 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 2º dia de ensaio – Fase 2................................................89 
Figura 106 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 3º dia de ensaio – Fase 2................................................89 
Figura 107 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 4º dia de ensaio – Fase 2................................................89 
Figura 108 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 5º dia de ensaio – Fase 2................................................90 
Figura 109 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 6º dia de ensaio – Fase 2................................................90 
Figura 110 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 7º dia de ensaio – Fase 2................................................90 
Figura 111 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 8º dia de ensaio – Fase 2................................................90 
Figura 112 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 9º dia de ensaio – Fase 2................................................90 
Figura 113 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 10º dia de ensaio – Fase 2..............................................90 
Figura 114 -  Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 1º dia de ensaio – Fase 3................................................91 
Figura 115 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 2º dia de ensaio – Fase 3................................................91 
Figura 116 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 3º dia de ensaio – Fase 3................................................91 
Figura 117 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 4º dia de ensaio – Fase 3................................................91 
Figura 118 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 5º dia de ensaio – Fase 3................................................92 
 
xviii 
Figura 119 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 6º dia de ensaio – Fase 3................................................92 
Figura 120 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 7º dia de ensaio – Fase 3................................................92 
Figura 121 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 8º dia de ensaio – Fase 3................................................92 
Figura 122 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 9º dia de ensaio – Fase 3................................................92 
Figura 123 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 10º dia de ensaio – Fase 3..............................................92 
Figura 124 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 1º dia de ensaio – Fase 3................................................93 
Figura 125 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 2º dia de ensaio – Fase 3................................................93 
Figura 126 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 3º dia de ensaio – Fase 3................................................93 
Figura 127 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 4º dia de ensaio – Fase 3................................................93 
Figura 128 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 5º dia de ensaio – Fase 3................................................94 
Figura 129 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 6º dia de ensaio – Fase 3................................................94 
Figura 130 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 7º dia de ensaio – Fase 3................................................94 
Figura 131 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 8º dia de ensaio – Fase 3................................................94 
Figura 132 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 7º dia de ensaio – Fase 3................................................94 
Figura 133 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) para as idades de biofilme 
estudadas e para o 8º dia de ensaio – Fase 3................................................94 
Figura 134 – Evolução da espessura do biofilme ao longo do tempo de ensaio, Fases 
2 e 3 ................................................................................................................96 
Figura 135 – Módulo de Thiele obtido para as idades de biofilme estudadas, para a 
Fase 2 – DOC .................................................................................................97 
Figura 136 – Módulo de Thiele obtido para as idades de biofilme estudadas, para a 
Fase 2 – CQO .................................................................................................97 
Figura 137 – Módulo de Thiele obtido para as idades de biofilme estudadas, para a 
Fase 3 – DOC .................................................................................................97 
xix 
Figura 138 – Módulo de Thiele obtido para as idades de biofilme estudadas, para a 
Fase 3 – CQO .................................................................................................97 
Figura 139 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 500 mgO
2
/l .............................102 
Figura 140 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 1000 mgO
2
/l............................102 
 
 
 
 
 
 
 
 
xx 
xxi 
ÍNDICE DE QUADROS 
 
Quadro 1 – Resumo dos principais modelos e respectivas características ......................... 31 
Quadro 2 – Resumo do Plano experimental ........................................................................ 39 
Quadro 3 – Plano experimental (Fase 1) ............................................................................  39 
Quadro 4 – Plano experimental (Fases 2 e 3) ....................................................................  40 
Quadro 5 – Principais características do substrato.............................................................. 41 
Quadro 6 – Principais condições das fases experimentais.................................................. 55 
Quadro 7 – Notação utilizada para nos diferentes ensaios.................................................. 55 
Quadro 8 – Ensaio Contínuo – S
0
 = 500mgO
2
/l – CQO ....................................................... 56 
Quadro 9 – Ensaio Contínuo – S
0
 = 1000mgO
2
/l – CQO ..................................................... 56 
Quadro 10 – Resultados do ensaio de verificação da existência de adsorção ao meio 
de suporte – Concentração da solução de alimentação de 500mgO
2
/l – 
CQO .................................................................................................................. 58 
Quadro 11 – Resultados do ensaio de verificação da existência de adsorção ao meio 
de suporte – Concentração da solução de alimentação de 1000mg O
2
/l – 
CQO .................................................................................................................. 58 
Quadro 12 – Espessura do biofilme e capacidade eléctrica a diferentes frequências........... 60 
Quadro 13 – Fase 2 – Id 0,5 a 1 dia....................................................................................... 64 
Quadro 14 – Fase 2 – Id 1 a 2 dia.......................................................................................... 64 
Quadro 15 – Fase 2 – Id 2 a 3 dia.......................................................................................... 64 
Quadro 16 – Fase 2 – Id 3 a 4 dia.......................................................................................... 65 
Quadro 17 – Fase 2 – Id 4 a 5 dia.......................................................................................... 65 
Quadro 18 – Fase 2 – Id 5 a 6 dia.......................................................................................... 65 
Quadro 19 – Fase 3 – Id 0,5 a 1 dia....................................................................................... 70 
Quadro 20 – Fase 3 – Id 1 a 2 dia.......................................................................................... 70 
Quadro 21 – Fase 3 – Id 2 a 3 dia.......................................................................................... 70 
Quadro 22 – Fase 3 – Id 3 a 4 dia.......................................................................................... 71 
Quadro 23 – Fase 3 – Id 4 a 5 dia.......................................................................................... 71 
Quadro 24 – Fase 3 – Id 5 a 6 dia.......................................................................................... 71 
Quadro 25 – Valores de S* utilizados para cálculo do Módulo de Thiele .............................. 95 
Quadro 26 – Valores dos fluxos mássicos por unidade de área (rA), utilizados para 
cálculo do Módulo de Thiele.............................................................................. 96 
Quadro 27 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 500 mgO
2
/l................................ 101 
Quadro 28 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 1000 mgO
2
/l.............................. 101 
 

 
1 
1. Introdução 
1.1. Aspectos gerais do tratamento de águas residuais 
A preservação do Ambiente, nos seus múltiplos aspectos, tornou-se uma questão 
incontornável para a sociedade moderna, face às ameaças de destruição que impendem 
sobre o planeta e, consequentemente, sobre o Homem. 
Todas as comunidades produzem resíduos, sólidos, líquidos e gasosos. Os resíduos 
líquidos (águas residuais) são constituídos por efluentes provenientes de habitações, 
instituições e estabelecimentos comerciais e industriais e, também, por infiltrações de água 
nas redes de drenagem. Quando se verificam acumulações de águas residuais, 
conducentes a condições de septicidade, ocorre naturalmente a decomposição da matéria 
orgânica que provoca efeitos indesejáveis, nomeadamente a produção de maus cheiros. Por 
outro lado, a descarga de águas residuais não tratadas em meios aquáticos implica, pelos 
nutrientes que contém, o desenvolvimento da fauna e flora daqueles meios, com os 
inerentes inconvenientes. É, portanto, necessária e imprescindível a recolha e tratamento 
das águas residuais de modo a proteger o ambiente e a saúde pública. 
Embora só a partir do século XIX se tenha atribuído ao tratamento de águas residuais a 
importância que lhe é devida, no âmbito do ciclo urbano da água, foram diversas as razões 
pelas quais se materializou ao longo do tempo. 
 
1.2. Evolução dos sistemas de tratamento de águas residuais 
Até ao século V d.C., o problema das águas residuais foi encarado numa perspectiva dos 
inconvenientes estéticos. Basicamente, a solução passava pela recolha das águas residuais 
e, nalguns casos, na sua aplicação em campos agrícolas (Burks e Minnis, 1994). 
Com a queda do Império Romano verificou-se um retrocesso, voltando a ser aceitável a 
rejeição das águas residuais para a rua, o que esteve na origem do eclodir de epidemias, 
como foi o caso da cólera. No entanto, e apesar de todos os constrangimentos causados por 
esta prática, só quando (meados do século XIX) se conseguiu relacionar a transmissão de 
epidemias pela água  é que o tratamento de águas residuais ganhou maior atenção. Nesse 
tempo, os aspectos estéticos deram lugar a aspectos relacionados com a saúde pública e a 
tecnologia aplicada para o tratamento de águas residuais teve uma importância irrefutável 
na promoção do controlo de doenças e na protecção do ambiente. 
 
2 
Assim, na segunda metade do século XIX, começaram a surgir os primeiros sistemas de 
tratamento de águas residuais, sendo neste período, e no início do século XX, que se 
registaram os maiores desenvolvimentos tecnológicos a este nível. 
Em 1870, Alexander Mueller demonstrou que uma água residual podia ser tratada por 
microrganismos através de um sistema de filtros intermitentes de areia (Peters e Alleman, 
1983). No entanto, só posteriormente é que este sistema foi reconhecido como um processo 
biológico de tratamento de águas residuais e não como um sistema físico de separação de 
materiais. 
Segundo Kiersted (1894), o valor prático dos sistemas de tratamento através de filtração 
intermitente, utilizado na purificação de um esgoto doméstico, foi pela primeira vez 
reconhecido a Sir Edward Frankland, em 1870. Nesses estudos, foi utilizado um meio 
filtrante composto por vários materiais, nomeadamente cascalho e solo, e feita variar a dose 
de água residual aplicada aos filtros, conseguindo deste modo controlar a eficiência do 
tratamento (Peters e Alleman, 1983). A necessidade destes filtros funcionarem em regime 
intermitente, implicou a introdução de um novo conceito extremamente importante no 
tratamento biológico de águas residuais, o do tempo de retenção, ou tempo para arejamento 
entre aplicações de água residual no filtro. À semelhança do que tinha acontecido com os 
filtros intermitentes de areia e com os sistemas de Alexander Mueller, também estes 
sistemas foram considerados como físico-químicos e não de natureza biológica, como mais 
tarde veio a ser reconhecido (Peters e Alleman,1983). 
A par com estes estudos sobre filtração intermitente, foram realizados outros semelhantes, 
em diferentes países, nomeadamente na Alemanha e em Inglaterra (Seeger, 1999 e Brown, 
2005).  
Em Inglaterra, na sequência do aparecimento da epidemia de febre tifóide e de cólera e 
quando se relacionaram estas epidemias com a contaminação dos reservatórios de água 
com as águas residuais não tratadas, foi criada a Royal Commission of England on 
Treatment and Disposal of Sewage à qual foi atribuída a responsabilidade da investigação, 
controlo e estudo do tratamento de águas residuais.  
Nos Estados Unidos da América o percurso foi idêntico, na medida em que também se 
criaram equipas que se ocuparam de estudar formas de tratar efluentes domésticos, sendo 
a Massachusetts State Board of Health uma das mais conhecidas (Commission on life 
Sciences, 1977) e onde mais tarde se vieram  a desenvolver os estudos designados por 
“Estudos da Estação Experimental de Lawrence”. 
 
3 
Da equipa da Estação Experimental de Lawrence, destaca-se um conjunto de 
investigadores, entre os quais, Hiram F. Mills, Sedwick, Drown e Allen Hazen, o qual 
realizou diversos ensaios de filtração utilizando um regime intermitente de alimentação de 
água residual, que lhes permitiu constatar a existência de uma relação entre a actividade 
microbiológica e a degradação de uma água residual (Peters e Alleman, 1983). 
A actividade destas equipas levou à produção de múltiplos relatórios onde se pode constatar 
não só a evolução dos sistemas de tratamento de águas residuais (substituição das fossas 
sépticas por sistemas de filtração intermitente), bem como a protecção dos sistemas de 
distribuição e armazenamento de água, tendo estes desenvolvimentos como objectivo a 
protecção da saúde pública (Royal Commission on Sewage Disposal, 1908, Johnston, 1913 
e Johnston, 1915).  
Quase uma década depois de Alexander Mueller ter apresentado os resultados dos seus 
estudos, vários foram os investigadores que exploraram o conceito de tratamento biológico 
de águas residuais. Schloesing and Muntz, Warrington e Winogradsky apresentaram 
resultados que demonstraram a capacidade de nitrificação do solo, tendo inclusivamente 
sido identificada a bactéria Nitrosomonas (Peters e Alleman, 1983). 
De acordo com Melosi (2000), no século XIX os engenheiros sanitaristas ingleses foram 
líderes no estabelecimento de normas e desenvolvimento de novos tratamentos para água e 
para águas residuais podendo distinguir-se o trabalho de Sir Edwin Chadwick, membro da 
Royal Commission on Sewage Disposal. 
Ainda no final do século XIX, destaca-se o estudo apresentado por F. Wallis Stoddart 
(Stoddart, 1893), cuja inovação se prendeu com o modo de alimentação dos reactores, que 
embora iniciado com um pequeno fluxo, “gota a gota”, constituía já um exemplo de 
funcionamento em contínuo. Da evolução e aperfeiçoamento destes estudos surgiram os 
actuais sistemas de tratamento por leitos percoladores. 
Outro estudo que se destacou foi o de W. J. Dibdin (1907), intitulado “The Disposition and 
Analysis of sewage Debris in Contact Beds”, onde foi introduzido o conceito de leitos de 
contacto, também com diferentes meios de enchimento mas com a alimentação do efluente 
ainda em regime fechado.  
Nos anos seguintes foram estudadas intensivamente as formas e regimes de alimentação 
de águas residuais a estes tipos de sistemas de tratamento (leitos percoladores e leitos de 
contacto).  
Waring e Lowcock, em 1892, desenvolveram um sistema de alimentação de águas residuais 
para filtros de regime intermitente com distribuição uniforme. Este sistema consistiu na 
 
4 
instalação de uma camada superficial de gravilha para promover a distribuição do efluente 
(Peters e Alleman, 1983). No estudo apresentado por Lowcock (1894) é ainda apresentada 
a relação entre a quantidade de amónia inicial e a eficiência de remoção de azoto final, 
como uma medida alternativa para medir a eficiência de tratamento do efluente. Neste 
estudo é ainda constatada a evidente necessidade do uso de arejamento, bem como de 
outros aspectos menos importantes, como a influência da presença de luz na eficiência de 
tratamento. Mais tarde, na sequência destes estudos, Waring, veio a patentear um sistema 
de tratamento de leitos percoladores que incorporavam um sistema de arejamento forçado. 
Outra importante inovação foi desenvolvida por Whittaker e Bryant com a introdução do 
distribuidor rotativo, “sprinkler”, intermitente. Este sistema para além de introduzir um pulso e 
um fluxo de alimentação intermitente, também permitia aquecer o afluente. No entanto, este 
sistema utilizava tubagens perfuradas que rapidamente colmatavam (Peters e Alleman, 
1983). 
Devido às investigações de Hazen, Stoddart, Corbett e Dibdin, os anos que se seguiram 
foram, principalmente, dedicados à aplicação prática destes sistemas e ao seu 
aperfeiçoamento. Foram propostos vários modelos, tendo sido conseguidos diversos 
aperfeiçoamentos (Peters e Alleman, 1983). 
Na Alemanha, apesar da evolução dos sistemas de tratamento de águas residuais ter sido 
mais lenta do que nos Estados Unidos da América e do que em Inglaterra, e de, até ao início 
do século XX apenas se terem construído sistemas de tratamento meramente físicos, em 
1906, Karl Imhoff, patenteou um órgão que consistia num tanque cilíndrico de decantação, 
na parte superior, e um tanque para digestão de lamas, na parte inferior, conhecido por 
tanque Imhoff. Esta configuração permitia a realização de duas etapas de tratamento no 
mesmo órgão, introduzindo a digestão anaeróbia de lamas, tendo sido o tratamento mais 
comum na Alemanha até à segunda guerra mundial (Seeger, 1999). 
 A. Prescott Folwell (1916), descreveu um avanço relativo a um aspecto complementar do 
tratamento de águas residuais, nomeadamente relata a crescente preocupação com odores, 
traduzida pela incorporação de mecanismos, embora rudimentares, de desodorização. 
É interessante verificar que, até ao início do século XX, os sistemas de tratamento biológico 
desenvolvidos se socorriam, essencialmente, de sistemas de biomassa fixa.  
Em 1914, William Lockett e Edward Ardern (1915) começaram o histórico estudo dos 
sistemas de tratamento com biomassa em suspensão – Lamas Activadas. Estes primeiros 
estudos consistiram em sistemas intermitentes de alimentação de água residual (“batch”), 
 
5 
que se distinguiam dos anteriores apenas pela utilização de biomassa em suspensão, em 
vez de biomassa fixa.  
Apesar da fantástica inovação verificada, só mais tarde este tipo de sistema de tratamento 
mereceu a atenção que lhe era devida.  
Os sistemas de lamas activadas, ainda em fase de aperfeiçoamento, acarretavam custos 
elevados de investimento e manutenção exigente, o que tornou a sua utilização quase 
proibitiva (Seeger, 1999).  
Em Leipzig, em 1927, foi registada uma inovação relativa à digestão de lamas que passava 
a ser efectuada em órgão dedicado, aquecido, o que conduziu a eficiências muito superiores 
às anteriormente registadas. Com este avanço tecnológico começou a surgir o interesse 
pelo aproveitamento de biogás, tendo sido registado em 1924, em Essen Recklinghausen 
(Alemanha), a sua primeira utilização como combustível (Seeger, 1999). 
Até 1950, verificou-se um abandono dos sistemas de filtração intermitente e a intensificação 
do desenvolvimento de sistema de leitos percoladores, nomeadamente o aumento da sua 
capacidade hidráulica, o aperfeiçoamento dos sistemas rotativos de distribuição de água 
residual e a utilização de novos meios de enchimento (nomeadamente plásticos) (Peters e 
Alleman, 1983). 
Apesar de haver registos da utilização de discos biológicos, como sistemas de tratamento 
de águas residuais, que datam de 1928, só em 1958, com a generalização da utilização do 
plástico é que a sua aplicação se expandiu na Alemanha (Dutta, 2007). Em 1968, estes 
sistemas foram exportados para os E.U.A, sob a marca de Bio-Disc (Smith e Bandy, 1980). 
Apesar das vantagens apresentadas por este tipo de sistemas de tratamento, quando 
comparados com os sistemas de lamas activadas, ao tempo, não conseguiam ser 
competitivos, devido ao elevado custo de investimento (Dutta, 2007).  
A partir da década de 70, com a crescente preocupação da poluição dos meios receptores, 
os sistemas de tratamento tiveram de se adaptar às novas exigências de descarga, tendo-se 
tornado ainda mais eficientes, passando a conseguir remover outros compostos para além 
dos carbonatados, nomeadamente azoto, fósforo, etc., de que são exemplos os estudos 
desenvolvidos por Barnand, na África do Sul (Cooper 2000).  
Os avanços tecnológicos mais significativos registados na década de 90 estão directamente 
ligados ao desenvolvimento de reactores com membranas que, apesar de terem surgido 
ainda nos anos 60, a sua generalização só foi possível com o reactor biológico de 
 
6 
membranas desenvolvido pela Kubota (Japão) – (MBRs), devido ao seu relativo baixo custo 
de investimento e manutenção (Cooper 2000). 
O tratamento de águas residuais com biomassa fixa teve um papel inquestionável na história 
da evolução dos sistemas de tratamento, na medida em que permitiu materializar de forma 
consistente a despoluição de águas residuais. A biomassa fixa dominou a tecnologia de 
tratamento de águas residuais durante várias décadas, começando com leitos percoladores, 
passando por filtros intermitentes e por discos biológicos. Embora mais recentemente tal 
relevo tenha sido assumido por sistemas de biomassa em suspensão, é inquestionável o 
interesse que as aplicações de sistemas de biomassa fixa voltaram a suscitar, 
nomeadamente com os biofiltros, ou em combinações com biomassa em suspensão, nos 
designados sistemas mistos. 
 
1.3. Biofilmes 
1.3.1 – Introdução 
Um biofilme é um conjunto de microrganismos, principalmente bactérias, que num ambiente 
aquoso aderem a uma dada superfície. Na verdade, pode-se formar um biofilme em 
qualquer superfície que esteja exposta ao contacto com bactérias e com um meio líquido, 
razão porque o crescimento de biofilmes mereceu o interesse de diversas áreas (medicina, 
limnologia, bio-corrosão, bio-conversão etc.), tendo permitido descrições muito 
desenvolvidas de conversão de substratos solubilizados pelos biofilmes, bem como do 
conhecimento da distribuição dos microrganismos nos biofilmes (Characklis e Marshall, 
1989). 
Um biofilme pode ser constituído por uma única espécie de bactérias ou, na maior parte de 
casos, por várias espécies, incluindo, fungos, protozoários e algas. Uma vez formado, no 
biofilme desencadeia-se uma série de reacções microbiológicas, que podem ser benéficas 
ou não (tendo em consideração aspectos relacionados com a saúde humana), dependendo 
das condições ambientais envolventes. 
Na Figura 1, mostram-se, esquematicamente, as etapas de formação de um biofilme. 
 
 
7 
 
Figura 1 - Etapas de formação de um biofilme (Adaptado de Center for 
Biofilm Engineering) 
 
1.3.2. Estrutura dos biofilmes 
Ao longo do tempo, foram admitidas várias interpretações para o tipo de estrutura dos 
biofilmes, desde configurações em monocamada a estruturas extremamente complexas, 
densas, espessas e gelatinosas. Aliás, qualquer organização microbiológica foi considerada 
um biofilme (Costerton et.al., 1981). 
Até à década de 80, considerou-se que os biofilmes possuíam uma estrutura plana e com 
uma espessura relativamente constante (Costerton et.al., 1981). No entanto, e com o 
avanço das técnicas analíticas, foram surgindo dúvidas em relação àquele tipo de estrutura 
e também quanto à homogeneidade dos biofilmes. 
Apesar de todos os constrangimentos de observação, de um modo geral concluiu-se que a 
estrutura de um biofilme é influenciada por parâmetros relacionados com o tipo de reactor 
em que se desenvolve e com o tipo de microrganismos presentes, ou com o seu grupo 
fisiológico. Entre os parâmetros relacionados com o tipo de reactor destacam-se as 
condições hidrodinâmicas e a carga orgânica (substrato) disponível à superfície do biofilme.  
A influência do tipo de reactores na estrutura do biofilme tem sido estudada em diferentes 
áreas (ex. engenharia, medicina, limnologia, microbiologia, bioquímica), não sendo fácil 
comparar os diferentes trabalhos realizados sobre o assunto, (van Loosdrecht et al., 1995). 
No entanto, e por essa razão, alguns aspectos continuam a ser mal conhecidos. 
Por outro lado, e mesmo utilizando as técnicas mais avançadas para análise da estrutura do 
biofilme, a sua forma ainda não é consensual em todas as áreas, existindo três correntes 
distintas de investigação. 
 
8 
Uma das correntes, maioritariamente desenvolvida por investigadores na área da medicina e 
utilizando a microscopia de transmissão de electrões (TEM), assentou numa teoria 
tradicional, em que o biofilme tem uma estrutura plana e homogénea (Nyvad e Fejerskov, 
1997) 
A segunda corrente de investigação foi desenvolvida pela equipa de Keevil e Walker, (1992) 
que utilizou a microscopia DIC (Differential Interference Contrast) aplicada ao crescimento 
de biofilmes em tubagens de distribuição de água. Nestes estudos foram identificadas 
colónias de bactérias ligadas entre si através de substâncias poliméricas extracelulares 
(EPS) rodeadas de uma fase líquida, na qual existiam também diversos protozoários. Por 
baixo desta camada, foi ainda identificada uma outra, constituída por um conjunto de células 
fixadas ao suporte. Este tipo de estrutura foi denominado “modelo de mosaico heterogéneo”. 
A terceira corrente foi desenvolvida maioritariamente por microbiologistas que conceberam o 
“modelo de cogumelo ou túlipa”. As técnicas de análise utilizadas foram o CLSM (confocal 
laser scanning microscopy) e marcadores de fluorescência. Como o próprio nome do 
modelo indica, a estrutura do biofilme tem a forma de um cogumelo. A estrutura é penetrada 
por canais por onde passa uma fase líquida que transporta oxigénio, nutrientes e 
subprodutos gerados pelos microrganismos. Porém, a influência da fase líquida que circula 
no interior dos canais ainda não é totalmente conhecida (de Beer et al.,1994 e Xavier, et al., 
2003). 
Apesar de as três correntes de investigação referidas utilizarem diferentes técnicas 
analíticas, a concentração de substrato utilizada em cada uma delas também foi distinta, o 
que poderá estar na origem da heterogeneidade das respectivas conclusões.  
No caso do modelo do mosaico heterogéneo, a concentração de substrato é muito baixa, da 
ordem dos µg/l ou de 1mg/l, enquanto na primeira corrente de investigação a concentração 
de substrato é bastante superior (100g/l). Nas estruturas de cogumelos foram verificadas 
concentrações de substrato de valor intermédio relativamente às referidas anteriormente. 
Contudo, em qualquer dos casos, os biofilmes são descritos como estruturas muito 
complexas de elevada heterogeneidade. 
 
 
 
 
9 
1.3.3. Métodos de análise de biofilmes 
Seguidamente, revêem-se os principais métodos de observação e análise de biofilmes. 
Actualmente existe um elevado número de técnicas de microscopia que permitem adquirir 
um conhecimento muito alargado acerca da formação e estrutura dos biofilmes. No entanto, 
todas as técnicas desenvolvidas têm problemas de interpretação de imagem, sendo por isso 
necessário utilizar algumas técnicas adicionais para poder produzir imagens finais com 
leitura aceitável (Wimpenny et al., 2000). 
Basicamente, um biofilme pode ser analisado de três formas: desidratado, parcialmente 
hidratado e hidratado. 
As principais técnicas de microscopia para observação e análise de um biofilme são: (i) a 
Microscopia Óptica Tradicional, que permitiu a identificação de uma grande variedade de 
bactérias, baseada nas suas características morfológicas (Henrici, 1933 e Hirsch e Pankratz, 
1970). Contudo, e devido à grande complexidade da estrutura de um biofilme, esta técnica 
não permitiu obter um conhecimento mais aprofundado, sendo por isso praticamente 
abandonada nos estudos que requerem maior detalhe e um maior grau de complexidade; 
(ii) Microscopia Electrónica que se divide em (iia) Microscopia Electrónica de Transmissão 
(TEM) e em (iib) Microscopia Electrónica de Varrimento (SEM). Um dos pré-requisitos da 
microscopia electrónica consiste na fixação e desidratação da amostra. Relativamente à 
técnica de Microscopia Electrónica de Transmissão (TEM) esta permite uma análise 
detalhada das células, nomeadamente a sua morfologia, distribuição e alguns aspectos da 
sua ultraestrutura. Se combinada com alguns marcadores, permite ainda a identificação de 
algumas substâncias poliméricas extracelulares (EPS) e, dessa forma, a identificação de 
algumas bactérias. Uma vez que esta técnica requer um passo de desidratação da amostra, 
prevalecem dúvidas quanto à identificação de algumas características das células. A 
informação obtida é baseada na análise de secções cruzadas (Nyvad e Fejerskov, 1997) e, 
apesar de ter algumas limitações, ainda é muito utilizada para o estudo da estrutura de 
biofilmes (Costerton, 1985). Relativamente à Microscopia Electrónica de Varrimento (SEM) é 
uma técnica que produz uma imagem em 3D, permitindo obter uma informação detalhada 
em relação à estrutura superficial do biofilme (Richard e Turner, 1984). À semelhança da 
TEM, requer uma preparação da amostra que envolve uma desidratação e um passo de 
fixação, o que pode ser vantajoso por permitir analisar as células e a sua distribuição. Por 
outro lado, se existirem EPS, estas facilmente secarão com o processo de desidratação e, 
consequentemente, a informação produzida é limitada. Se o microscópio estiver equipado 
com acessórios que produzam vácuo fraco (baixa pressão), poder-se-ão examinar amostras 
frescas, mas a informação é meramente informativa, uma vez que o biofilme está associado 
às EPS e a imagem obtida é muito pouco nítida (Xavier et al., 2003); (iii) Microscopia 
 
10 
Atómica (AFM), é também uma técnica muito utilizada porque permite obter imagens de alta 
resolução da estrutura superficial e atómica do biofilme e das células individualizadas que o 
constituem (Xavier et al., 2003); (iv) Microscopia laser confocal de varrimento (CLSM) é 
considerada a técnica mais avançada e completa de todas. Apesar do primeiro equipamento 
de medição ter surgido em 1957, por Marvin Minski (1988), só 30 anos mais tarde surgiu a 
forma comercializada (Inoue, 1995), aplicado à área da medicina. Em 1993, Lawrence et al., 
(1991) utilizaram a CLSM para análise de biofilmes. A CLSM veio permitir obter uma 
informação multidimensional muito aprofundada de amostras de biofilme totalmente 
hidratadas. A estrutura do biofilme, em forma de cogumelo ou túlipa, bem como toda a 
dinâmica de fluidos dentro do biofilme foi obtida através desta técnica. Contudo, e devido à 
complexidade desta técnica e da própria heterogeneidade da estrutura dos biofilmes 
(Flemming et al., 2000) ainda existe um longo caminho a percorrer, nomeadamente da 
interacção dos microrganismos que constituem o biofilme com o ambiente que os rodeia. 
Na Figura 2 mostram-se exemplos das diferentes formas registadas através das técnicas 
analíticas anteriormente indicadas. 
 
 
  
Figura 2 – Diferentes formas registadas através de A – AFM; B - CLSM; C -SEM; D - TEM 
B A 
C 
 
11 
Outro método de análise de biofilmes baseia-se na utilização de microeléctrodos. A 
espessura dos biofilmes, em mono ou multi-camada, pode variar de 1 a 2 µm a várias 
centenas de µm, o que suscitou o desenvolvimento de microsensores para a determinação 
de alguns parâmetros físico-químicos. Os primeiros estudos com microeléctrodos aplicados 
a biofilmes surgiram em 1969, por Bungay et al. (1969). Outros investigadores seguiram o 
seu trabalho aplicando-o a outros tipos de biofilme. Foi o caso de Chen e Bungay (1981) e 
de Wimpenny e Coombs (1983), que desenvolveram microeléctrodos que permitiram 
determinar a profundidade e a forma como se processava a penetração de oxigénio num 
biofilme. 
Devido à informação fornecida pela CLSM acerca da irregularidade da estrutura da maior 
parte dos biofilmes, verificou-se que a transferência de substrato para o biofilme não era 
exclusivamente realizada por difusão molecular, mas também devido ao transporte 
convectivo. 
Foram desenvolvidos inúmeros tipos de microeléctrodos, nomeadamente medidores de 
óxidos de azoto e oxigénio (Nielsen et al., 1990); de pH, H
2
S e oxigénio (Jorgensen e 
Revsbech, 1983); de substratos e produtos da nitrificação (de Beer et al., 1993); de redução 
e oxidação de sulfato e sulfito, respectivamente (Kuhl e Jorgensen, 1992). 
Os Métodos Moleculares são outra forma de estudo dos biofilmes. Com a aplicação de 
técnicas moleculares, especialmente as técnicas in situ de hibridização com 16S ou 23S 
rRNA (sonda directa de oligonucleotideos), resolveram-se problemas como a 
impossibilidade de replicar a maior parte das bactérias constituintes dos biofilmes (cerca de 
99,9%).  
A hibridização in situ permitiu a detecção de sequências específicas de ácidos nucleicos de 
células eucarióticas e procarióticas. A análise comparativa em sequência de uma 
subunidade do rRNA permitiu não só a base de toda a taxonomia das bactérias (Woese 
1987 e Woese e Fox, 1977) como também, através de sondas de oligonucleotideos 
sintéticos, a determinação dos seus grupos filogenéticos (Olsen et al., 1986). 
A hibridização in situ combinada com técnicas avançadas de microscopia, como a CLSM, 
constitui um importante suporte analítico para a identificação e localização de 
microrganismos em ambientes complexos (Amann et al., 1995). 
 
1.3.4. Modelação de biofilmes 
A modelação de determinado sistema, processo ou mecanismo, pode ser definida como a 
identificação de quantidades e subprocessos relevantes e respectiva descrição em formato 
 
12 
matemático, ou lógico (equações, regras etc.). Já por simulação se entende o que se verifica 
quando as equações do modelo são convertidas em algoritmos numéricos discretos (Dutta 
2007).  
Apesar dos mecanismos biológicos presentes em reactores de biomassa fixa ou suspensa 
serem semelhantes, a sua modelação por vezes é bastante diferente. Uma das grandes 
diferenças é a necessidade de incluir equações que descrevam os processos de transporte 
de compostos de e para o biofilme e para a interface entre o biofilme e a fase líquida, isto é, 
equações que descrevam fenómenos de difusão molecular, advecção, aderência e 
desprendimento. Por outro lado, as reacções biológicas dentro do biofilme podem ser 
modeladas de forma semelhante às utilizadas em reactores de biomassa suspensa.  
Os modelos de biofilmes podem ser classificados, basicamente, em duas categorias, 
consoante os seus objectivos (Noguera et al., 1999): 
(1) modelos para aplicações práticas de engenharia, como por exemplo modelos 
relacionados com dimensionamento, operação, simulação de vários problemas; 
(2) modelos desenvolvidos para investigação de forma a permitir uma melhor 
compreensão de fenómenos específicos do biofilme, nomeadamente estrutura, 
dinâmica populacional, heterogeneidade de estruturas etc. 
Durante o desenvolvimento de um biofilme ocorre simultaneamente um grande número de 
fenómenos. Como resultado da conversão de nutrientes, verifica-se uma expansão do 
biofilme baseado no crescimento microbiológico e na produção de EPS, para além da 
necessidade de transportar compostos químicos de e para o interior do biofilme, através de 
processos de difusão e convecção. Adicionalmente, existe a necessidade de criação de um 
equilíbrio de concentrações de produtos e substratos. Esse equilíbrio é obtido pelos fluidos 
que atravessam a estrutura do biofilme. A junção de todos estes fenómenos cria a imagem 
dinâmica da estrutura tridimensional do biofilme. Contudo, é extremamente complicado 
simular e analisar todos estes fenómenos simultaneamente. 
Os modelos matemáticos tornaram-se muito úteis porque permitiram não só testar hipóteses 
de âmbito mais abrangente, como também simular situações de operação muito complexas. 
Apesar da palavra modelação ser utilizada em diferentes situações (como já foi referido 
anteriormente), o resultado final é invariavelmente o mesmo – um modelo matemático é uma 
representação simplificada da realidade baseada em hipóteses e equações utilizadas para 
racionalizar observações. Aliás, a modelação deve privilegiar a simplificação máxima 
possível dos seus algoritmos e incorporar, até ao nível de detalhe que for necessário, 
 
13 
fenómenos complexos - “models should be as simple as possible and as complex as 
needed” (Wanner 1995). 
Nas últimas duas décadas, verificou-se um grande esforço da comunidade cientifica para o 
desenvolvimento da modelação de biofilmes, numa perspectiva da sua total generalização. 
Na Figura 3, mostra-se a evolução histórica conceptual da modelação da estrutura dos 
biofilmes (Adaptado de Veluchamy, 2006). 
 
 
Figura 3 – Evolução conceptual da modelação de biofilmes. (A) – Biofilme com estrutura homogénea; 
(B) Biofilme multinutriente e multiespécie; (C) Biofilme heterogéneo composto por colónias de biomassa 
separadas por canais (Adaptado de Veluchamy, 2006). 
 
1.3.5. Evolução da modelação de biofilmes 
A modelação de biofilmes tem vindo a ser desenvolvida desde a década de 70. Os primeiros 
modelos basearam-se em biofilmes uniformes contendo apenas um único tipo de 
microrganismos e controlados exclusivamente por transporte de massa e transformações 
bioquímicas, admitindo apenas uma dimensão (1D) e na sua maioria incorporando 
fenómenos de difusão molecular (Rittmann e McCarty, 1980, Atkinson e Davies, 1974, 
Harremoes, 1978, La Motta, 1976 e Williamson e McCarty, 1976). 
Estes modelos mostraram que a remoção de compostos orgânicos é controlada pela 
resistência à difusão destes compostos para o interior do biofilme, mesmo antes da sua 
degradação. A simplicidade foi uma característica destes modelos, tendo também, na sua 
maioria, sido desenvolvidos pressupondo um estado estacionário. A cinética de reacção 
dentro do biofilme baseava-se no conceito de substrato limitante, sendo descrita por 
diferentes formalismos consoante as abordagens dos diferentes autores, por exemplo 
através das equações de Monod para cinéticas de ordem zero e de primeira ordem. 
 
14 
O modelo de Williamson e McCarty, (1976) considerou o transporte de massa e a 
biodegradação no interior do biofilme, sendo o transporte para a interface filme 
líquido/biofilme e para o biofilme propriamente dito, descritos por processos de difusão (1ª 
Lei de Fick – eq. 1), com base nos diferentes gradientes de concentração existentes. 
 
Z
C
DJ
S
fS
∂
∂
−=                                                       eq. 1 
 
 
S
J   – Fluxo de substrato (M L
-2
 T
-1
) 
 
f
D  – Coeficiente de difusão (L
2
 T
-1
) 
 Z   – Distância na perpendicular ao meio de suporte (L) 
 C
S
 – Concentração de substrato (M L
-3
) 
Para a taxa de utilização do substrato admitiu a cinética de Monod, em que a concentração 
de microrganismos presente é função da concentração de substrato, através da seguinte 
equação (eq.2). 
€ 
D
f
d
2
S
f
dz
2
=
kX
f
S
f
K
S
+ S
f
                                                      eq. 2 
 
- S
f
  – Concentração do substrato no biofilme (M L
-3
) 
- X
f
  – Densidade celular (M L
-3
) 
- K
S
 – Constante de saturação de Monod (M L
-3
) 
O modelo baseou-se numa matriz uniforme com uma distribuição homogénea no biofilme, 
conforme se mostrou na Figura 3 (A). Contudo, neste modelo foi incorporado o fenómeno de 
substrato limitante.  
Rittmann e McCarty, em 1980 (1980 e 1981), desenvolveram modelos do tipo anteriormente 
indicado, tendo introduzido expressões que descreviam o crescimento e morte das células 
que constituem o biofilme e, admitindo um regime estacionário, obtiveram a expressão a 
seguir indicada para o cálculo da espessura do biofilme (L
f
) (eq. 3). 
 
€ 
L
f
=
YJ
bX
f
                                                             eq. 3 
- Y – taxa de conversão biomassa / substrato eliminado (rendimento) 
- b – taxa de respiração endógena (T
-1
) 
 
15 
Outro avanço importante deste modelo foi a introdução do conceito de concentração mínima 
(S
min
), isto é, concentração abaixo da qual os microrganismos não conseguem utilizar 
substrato. A remoção de substrato e o crescimento da espessura do biofilme diminuem 
assim que a concentração de substrato (acetato, neste caso) se aproximam de S
min
 
(0,66mg/l para o caso do acetado) (eq. 4). 
 
 S
min
 = K
s
 
€ 
b
µ
máx
−b
                                                eq. 4 
 
- µ
máx
 – Taxa específica máxima de crescimento (T
-1
) 
Apesar da maior parte das conclusões retiradas deste modelo pressuporem um biofilme em 
estado estacionário, isto é, quando o crescimento e a perda de biomassa se igualam, foi 
considerada também a situação em que esse estado não é atingido. Os resultados deste 
modelo mostravam que determinados compostos orgânicos persistiam no meio aquático, em 
parte, porque a sua concentração não era suficiente para fornecer energia para a 
sobrevivência dos microrganismos, isto é, a sua concentração era inferior a S
min
. 
Apesar deste modelo já incluir expressões para a perda de biomassa, só Rittmann (1982), 
posteriormente, propôs uma expressão que veio a considerar aquele fenómeno, designado 
por desprendimento da biomassa (eq. 5). 
 
r
loss
 = - b’X
f
                                                 eq. 5 
A inclusão do fenómeno de desprendimento do biofilme constituiu um avanço importante na 
modelação de biofilmes, na medida em que se refere ao transporte de partículas do biofilme 
para a interface fase líquida / biofilme ou para a fase líquida propriamente dita, o qual 
permite estabelecer um balanço entre o crescimento e morte do biofilme e, 
consequentemente, verificar condições de estado estacionário e relativas à actividade do 
biofilme. 
Considerando que o crescimento dos microrganismos depende de vários nutrientes 
(carbono, azoto, substâncias minerais etc.), a modelação procurou incorporar este aspecto 
(Chaudhry e Beg, 1998), tendo Bader (1978), MeGee et al., (1972) e Rittmann e Dovantzis 
(1983) introduzido o conceito de dupla limitação na cinética de crescimento do biofilme. No 
modelo proposto por Rittmann e Dovantzis (1983) foi assumido que a dupla limitação no 
biofilme ocorre quando um dos substratos é limitante próximo da interface fase líquida / 
biofilme e o segundo substrato é limitante na zona junto ao suporte. Desta forma, neste 
modelo foi previsto que cada substrato (nutriente) assume uma função fundamental no 
 
16 
desenvolvimento do biofilme, baseada nos seus parâmetros cinéticos (nutrientes 
heterólogos ou complementares). 
A par destes desenvolvimentos surgiram designações para os fenómenos de dupla 
limitação, tendo-se classificado os tipos de nutrientes, isto é, os nutrientes que 
desempenhem a mesma função fisiológica, (e.g. para organismos heterotróficos dois tipos 
de compostos de carbono orgânico) são classificados de homólogos ou substratos 
perfeitamente substituíveis. Por outro lado, nutrientes que são usados para funções 
fisiológicas distintas são classificados como não interactivos ou ainda de nutrientes 
complementares. A glucose e a amónia são um exemplo de nutrientes complementares, 
uma vez que um não pode substituir o outro (Zinn et al., 2003). 
Assim, foram propostos modelos de crescimento com dois substratos limitantes, admitindo 
que o respectivo comportamento poderia ser descrito pela cinética de Monod (eq. 6) relativa 
a um único substrato, mas adaptada para dois. 
 
€ 
µ
µ
m
=
S
1
K
1
+ S
1
 
 
 
 
 
 
S
2
K
2
+ S
2
 
 
 
 
 
 
                                                eq. 6 
 
- µ – Taxa específica de crescimento dos microrganismos (T
-1
) 
- µ
m
 – Taxa específica máxima de crescimento dos microrganismos (T
-1
) 
- S
1
 – Concentração do substrato 1 (M L
-3
) 
- S
2
 – Concentração do substrato 2 (M L
-3
) 
- K
1
 – Constante de saturação de Monod relativa ao substrato 1 (M L
-3
) 
- K
2
 – Constante de saturação de Monod relativa ao substrato 2 (M L
-3
) 
A teoria cinética em biofilmes é baseada na diferença de gradientes de concentração de 
uma determinada substância a ser transportada de, ou para o biofilme. Por exemplo nos 
processos de remoção de CBO solúvel (biodegradação de carbono), ou de conversão de 
NH
4
+
 - N em NO
3
-
 - N (nitrificação) e subsequente remoção de NO
3
-
 - N (desnitrificação), 
ocorrem, (um ou mais destes processos) dentro de um único reactor. No entanto, todas as 
reacções envolvidas requerem o transporte de dois componentes solúveis da fase líquida 
para o biofilme, que actuarão como dadores ou receptores de electrões nas respectivas 
reacções. Na biodegradação de carbono, o CBO solúvel actua como um dador de electrões 
e o oxigénio como receptor final. No processo de nitrificação o NH
4
+
 - N e o oxigénio actuam 
como dador e receptor de electrões respectivamente. Já no processo de desnitrificação o 
dador de electrões será constituído por compostos orgânicos e o NH
3
+
 - N como receptor 
final (Chaudhry e Beg, 1998). 
 
17 
Desta forma, nos fenómenos de difusão interna (interior do biofilme), quando a concentração 
de dadores e receptores de electrões é nula (situações de biofilmes muito espessos), chega-
se a situações de taxas limitantes. Por outro lado, se forem analisados os fenómenos de 
difusão externa (transporte da fase líquida para o biofilme), altamente influenciados pela 
resistência difusional, poder-se-á chegar a situações de aumento de concentração de 
dadores e receptores de electrões. Com o objectivo de explicar estes fenómenos, vários 
investigadores desenvolveram critérios teóricos de forma a determinar qual o substrato 
limitante. Contudo todas estas teorias foram baseadas no conceito de que o substrato 
limitante é aquele que menos penetra no biofilme (Chaudhry e Beg, 1998). 
Sendo a nitrificação um processo que produz acidez, Szwerinski et al., (1986) 
desenvolveram um estudo que permitiu estudar a diminuição do pH em biofilmes 
nitrificantes. Para isso, desenvolveram um critério para determinação do substrato limitante 
e a transição dessa limitação de um substrato para outro através de três pares de 
combinações (exemplo da combinação entre o oxigénio e o azoto na eq. 7) de substratos 
limitantes (amónia, oxigénio e bicarbonato).  
€ 
S
N
*
S
DO
*
=
1
υ
DO
D
DO
D
N
                                                           eq. 7 
 
- S
N*
 - Concentração de azoto (M L
-3
) 
- S
DO*
 - Concentração de oxigénio (M L
-3
) 
Apesar deste estudo ter sido realizado em biofilmes desenvolvidos num tambor rotativo 
plano, em condições controladas, chegou-se à conclusão que se a razão entre as duas 
concentrações (S
N*
 / S
DO*
) no biofilme for menor que a indicada na equação (eq. 7) o 
oxigénio será o substrato limitante e se, por outro lado, a razão for maior, então o substrato 
limitante será o azoto (Chaudhry e Beg, 1998). Por outro lado, este estudo permitiu ainda 
verificar que as bactérias que constituem o biofilme podem degradar determinado substrato, 
mesmo a valores de pH muito inferiores aos registados na fase líquida (Szwerinski et 
al.,1986). 
Apesar de ser desenvolvido num reactor distinto do anterior (biofiltro de leito expandido de 
areia), Tanaka e Dunn (1982) realizaram uma análise semelhante. Neste estudo foi, 
considerado apenas o oxigénio e NH
4
+
 - N como substratos limitantes. Este modelo mostrou 
que se a razão entre O
2
; NH
4
+
 - N no biofilme for menor que o seu coeficiente 
estequiométrico (3,4mg/mg) então o oxigénio é o substrato limitante. Foi demonstrado ainda 
que, quando a concentração de oxigénio é baixa a taxa de reacção de NO
2
 diminui muito 
 
18 
mais do que a taxa de reacção do NH
4
+
, resultando numa maior concentração NO
2 
no 
efluente, quando o tempo de residência é baixo.  
O estudo das interacções em sistemas de culturas mistas tem sido um assunto que tem 
recebido uma especial atenção por parte da comunidade científica. De inúmeras interacções 
possíveis entre os microrganismos, destacam-se a competição por fontes de nutrientes, a 
competição pelo espaço e os fenómenos de predação. 
Quando se verificam interacções competitivas para um determinado substrato é muito difícil 
atingir o estado estacionário. Este facto é facilmente explicado pela possibilidade limitada de 
se obter uma concentração de substrato tal que suporte a taxa específica de crescimento de 
organismos em competição, isto é, a probabilidade de existir uma concentração de um 
determinado substrato de forma a suprir as necessidades das espécies em competição 
simultaneamente é muito pequena (Yoon et al.,1977). 
O comportamento de uma cultura mista com substratos mistos depende da afinidade que 
esses organismos tenham para os substratos presentes. Se duas espécies têm preferência 
semelhante por um determinado substrato, irão competir por ele até que uma delas seja 
eliminada do sistema. Por outro lado, se tiverem preferências diferentes, isto é, se a 
sobreposição for reduzida, coexistirão, uma vez que irão ocupar nichos ecológicos 
diferentes (Chaudhry e Beg, 1998). 
Yoon et al. (1977) desenvolveram estudos sobre o crescimento de organismos na presença 
de vários substratos, assumindo que cada substrato tem um efeito inibitório de competição 
quando substituído por outro. Os resultados destas investigações mostraram que a 
coexistência de várias espécies, em estado estacionário, em culturas contínuas, é possível 
mesmo quando todos os organismos têm a mesma afinidade por um determinado substrato. 
A explicação reside na diversidade de fontes de nutrientes presentes no sistema, capazes 
de suportar uma população microbiana heterogénea. 
A meio da década de 80, surgiram os primeiros modelos em estado transitório (Rittmann e 
Brunner (1984); Chang e Rittmann, (1987 (a) e 1987 (b)), Benefiel e Molz (1985). Ao mesmo 
tempo surgiram os modelos dinâmicos que descreveram a distribuição e interacção de 
diferentes espécies presentes no biofilme (Wanner e Gujer, 1985, Wanner e Gujer, 1986, 
Kissel et al., 1984).  
Benefiel e Molz (1985) desenvolveram um modelo matemático para biofilmes em condições 
pseudo-estacionárias (transitórias) considerando: dupla limitação (oxigénio e substrato 
orgânico); transporte no filme líquido; transporte difusional de oxigénio e substrato orgânico 
no biofilme; população heterotrófica; reacções bioquímicas de células individuais dentro do 
 
19 
biofilme; crescimento do biofilme; alterações na densidade celular dentro do biofilme devido 
à morte dos microrganismos. 
Contudo, este modelo não incorporou qualquer tipo de interacção entre microrganismos.  
As aplicações numéricas deste modelo mostraram que o tempo de contacto, espessura do 
biofilme, e espessura da interface fase líquida / biofilme são factores que influenciam e 
interagem com a remoção de substrato. 
Os modelos de biofilmes apresentados por Wanner e Gujer (1985, 1986) e por Kissel et. al., 
(1984) incorporaram a interacção entre microrganismos. 
Kissel et. al., (1984) desenvolveram um modelo multi-espécies e multi-substratos para 
descrever o crescimento simultâneo de bactérias autotróficas e heterotróficas. O modelo 
incorporou: transferência externa de massa; transporte de massa através de difusão; 
cinética de Monod para a determinação interna dos nutrientes limitantes (receptores e,ou 
dadores de electrões); reacções competitivas; fracções biológicas inertes e activas, que 
variam no espaço; um reactor de mistura completa; oxidação de uma fonte orgânica de 
carbono; nitrificação; desnitrificação; competição entre organismos heterotróficos e 
autotróficos; 
Devido à complexidade e rigidez inerentes ao modelo, não foi possível resolver 
simultaneamente as equações que o constituem. Contudo, foi realizada uma análise 
dimensional para identificação dos períodos característicos dos vários fenómenos 
presentes. Com a identificação destes períodos característicos e com a separação dos 
processos lentos dos processos rápidos conseguiu-se construir um modelo matemático em 
estado não estacionário. Através de várias simulações numéricas do modelo verificou-se 
que tanto a transferência de massa, como a competição pelo substrato, como ainda as taxas 
de crescimento e morte dos microrganismos desempenham um papel fundamental na 
determinação da cultura heterotrófica dominante (Chaudhry e Beg, 1998). 
De forma a melhorar o modelo, Kissel et. al., (1984) desencadearam uma série de estudos 
com o objectivo de aproximar o máximo possível da realidade a expansão, ou contracção do 
volume do biofilme, isto é, tentaram por interacções sucessivas descrever o crescimento 
espacial dos microrganismos que formam o biofilme . Para isso, dividiram o biofilme num 
conjunto de elementos espaciais com iguais comprimentos entre si, mas variáveis entre 
estudos, integrando-os no tempo. Após cada integração os comprimentos dos elementos 
foram recalculados de acordo com a expansão, ou contracção do seu volume (Chaudhry e 
Beg, 1998). 
 
20 
Wanner e Gujer (1985, e 1986) desenvolveram um modelo matemático de biofilme multi-
espécies e multi-substratos, a uma dimensão, muito semelhante ao apresentado por Kissel 
et. al., (1984) considerando: gradientes perpendiculares ao meio de suporte compostos por 
diferentes espécies microbiológicas; utilização e difusão de substrato dentro do biofilme; 
resistência externa de transferência de massa da fase líquida para o biofilme; crescimento 
da biomassa proporcional à utilização do substrato (cinética de Monod); perda de biomassa 
devido à respiração endógena e desprendimento (cinética de Monod simples); diferentes 
densidades microbianas para as várias espécies, mas constantes ao longo do biofilme; 
formação de biomassa inerte. 
O modelo permitiu simular alterações na espessura do biofilme, bem como a distribuição 
espacial dos microrganismos e dos substratos no interior deste. Permitiu ainda simular o 
desprendimento (“detachment”) do biofilme, transferência externa de massa e alterações da 
concentração de nutrientes na massa de água. 
O modelo permitiu verificar, de novo, que a relação entre a produção de biomassa e a 
expansão do volume do biofilme era efectiva. Foram admitidas, no entanto, algumas 
simplificações, nomeadamente: (1) biomassa contínua, tendo sido negligenciados aspectos 
relacionados com a forma, dimensão e localização dos microrganismos; (2) uma única 
direcção espacial e (3) não foram incorporados, deliberadamente, aspectos específicos 
relativos à cinética dos microrganismos (Chaudhry e Beg, 1998). 
À semelhança do modelo anterior, o modelo de Wanner e Gujer incluiu o fenómeno de 
crescimento espacial dos microrganismos. Este modelo baseou-se numa aproximação 
contínua através de médias espaciais de pequenas fracções volúmicas do biofilme. Para 
melhorar a sua análise e discussão, foram assumidas várias simplificações de forma a 
permitir que o modelo tivesse um tratamento numérico.  
Apesar dos modelos de Kissel et al. e de Wanner e Gujer serem muito semelhantes, e terem 
sido desenvolvidos para estados não estacionários, apresentaram descrições diferentes da 
forma como se processa o crescimento da biomassa num biofilme.  
Apesar de todas as limitações destes modelos, foi através deles que se conseguiu pela 
primeira vez representar um biofilme estratificado e dinâmico e, simultaneamente, 
incorporando os conceitos de multi-substrato e de multi-espécie. 
São as seguintes as equações fundamentais do modelo: 
 - Balanço de massa para a espécie microbiológica 
 
21 
X
XX
r
Z
J
t
C
+
∂
∂
−=
∂
∂
      eq. 8 
J
x 
= 
F
u
X
C
      
eq. 9 
 
- J
x
 - Fluxo de massa (M L
-2
 T
-1
) 
- r
X
 – Taxa de reacção relativa à espécie microbiológica (M L
-3
 T
-1
) 
- Z – Direcção perpendicular ao suporte (L) 
Onde, C
X
 é a concentração de biomassa (M L
-3
) e 
F
u  é a velocidade com que a biomassa 
(L T
-1
) é desprendida do meio de suporte, dada por 
 
∫
∑
==
=
Z
nX
i
i
X
tot
X
F
dzrC
u
dt
dV
A
0
1
11
                                           eq. 10 
 O desenvolvimento, ao longo do tempo, da espessura do biofilme (L
f
) é obtida por 
L
f
u
dt
dL
=                                                  eq. 11  
onde 
L
u  é a velocidade na superfície do biofilme (L T
-1
) 
 - Balanço de massa a uma dimensão (1D) para um substrato dissolvido no biofilme 
S
SS
r
Z
J
t
C
+
∂
∂
=
∂
∂
                                           eq. 12 
 - r
S
 – Taxa de reacção do substrato (M L
-3
 T
-1
) 
 - J
S
 – Fluxo de substrato (M L
-2
 T
-1
) 
 - Fluxo de Substrato (difusão) – Lei de Fick   (eq. 1) 
Rittmann e Manem (1992) foram responsáveis por um grande avanço na modelação de 
biofilmes, conseguindo desenvolver um modelo multi-espécie em estado estacionário. O 
modelo incorporou múltiplas espécies activas, biomassa inerte, utilização e difusão do 
substrato no biofilme, transferência externa de massa e o desprendimento do biofilme. O 
modelo permitiu prever, em estado estacionário, valores para a espessura do biofilme, para 
a distribuição de espécies e para os fluxos de substratos. 
 
22 
Uma avaliação experimental do modelo, num reactor de mistura completa, permitiu verificar 
interacções entre espécies (bactérias nitrificantes e bactérias heterotróficas consumidoras 
de acetato) em competição pelo espaço, não incluindo, no entanto, a competição por um 
substrato (ex. Oxigénio). Permitiu verificar ainda, que a concentração de NH
4
-N à saída do 
reactor aumentava com o incremento de substrato. A explicação apresentada para este 
aumento da concentração de NH
4
-N, residiu no aumento da resistência interna de 
transferência de massa, devido à acumulação de microrganismos autotróficos (bactérias 
nitrificantes) nas camadas mais interiores do biofilme. 
Gadani et. al. (1993) aperfeiçoaram os modelos anteriores, incluindo condições transitórias. 
Foi também introduzida uma aproximação do fenómeno de desprendimento de biomassa, à 
semelhança do modelo de Rittmann e McCarty (1980, 1981). O modelo incorporou 
biomassa inerte, difusão e taxas de utilização de substrato dentro do biofilme e várias 
camadas de difusão, permitindo simular a evolução da espessura do biofilme e diferentes 
distribuições espaciais das espécies microbiológicas e da concentração do substrato no 
interior do biofilme. Gadani et al., (1993) apresentaram ainda uma descrição do modelo a 0D 
(modelo de dimensão zero - porque não foi introduzida qualquer coordenada espacial) em 
estado transitório. No entanto, mesmo sendo um modelo com algumas limitações, permitiu 
prever a evolução da espessura do biofilme, a concentração de substrato na fase líquida e 
biofilme e a fracção activa de biomassa ocupada por cada espécie (bactérias nitrificantes de 
crescimento lento e bactérias heterotróficas consumidoras de acetato) (Wimpenny, 1997).  
Furumai e Rittmann (1994) desenvolveram um modelo simplificado multi-espécie com uma 
distribuição por camadas da biomassa, tendo-o aplicado para verificar a estabilidade do 
processo de nitrificação, tanto em biofilmes como em biomassa em suspensão. 
O modelo procurou incorporar a resistência na transferência de massa para todos os 
substratos, bem como a formação e consumo de compostos solúveis resultantes da 
actividade microbiológica (Chaudhry e Beg, 1998). 
Das simulações deste modelo concluiu-se que os processos de biomassa fixa são mais 
estáveis do que os que utilizam biomassa em suspensão, dado que os organismos 
nitrificantes (caracterizados por terem um crescimento mais lento) estão protegidos pelos 
organismos heterotróficos (localizados na superfície exterior do biofilme) o que impede, ou 
retarda, o desprendimento dos primeiros (Nogueira et al., 2005). Contudo, verificou-se que 
se o crescimento dos organismos heterotróficos for muito intenso, devido a cargas de 
substrato elevadas, poderá ocorrer um retrocesso da nitrificação devido a limitações de 
oxigénio dissolvido e ao aumento da resistência difusional para as camadas mais interiores. 
Desta forma, a camada superficial de organismos heterotróficos tem vantagens e 
 
23 
desvantagens para o processo de nitrificação, dependendo das condições de 
desprendimento da biomassa e do fornecimento de oxigénio (Nogueira et al., 2002). 
Wanner e Reichert (1996) aperfeiçoaram o modelo de Wanner e Gujer (1985 e 1986), tendo 
adoptado uma descrição mais flexível para o transporte de compostos dissolvidos para o 
biofilme, considerando ainda: transporte difusional de compostos particulados para a matriz 
sólida do biofilme; alterações na porosidade do biofilme; fenómenos de desprendimento e 
agregação simultânea de células e partículas à superfície do biofilme.  
O modelo foi ainda implementado no programa AQUASIN de forma a poder-se discutir a 
introdução destes novos processos no modelo clássico de biofimes de culturas mistas. 
O conceito da existência de biomassa “adormecida” no biofilme foi pela primeira vez 
abordado por Imai et al. (1994 e Chaudhry e Beg, 1998), para caracterizar a fracção que se 
encontra inactiva embora podendo restabelecer a sua actividade pelo fornecimento de 
substrato. O aparecimento deste conceito surgiu através da medição, em ensaios “batch”, 
da actividade específica de cada tipo de biomassa, nomeadamente consumo de substrato 
presente no biofilme. Surgiu assim o modelo que descreve o biofilme através de camadas e 
incorporando a fracção de biomassa “adormecida”. 
A utilização de microeléctrodos para demonstrar a competição pelo espaço e pelo substrato 
dentro do biofilme foi efectuada por Zhang et al. (1994). As experiências mostraram que (i) 
um aumento da carga orgânica conduz a uma diminuição da concentração do oxigénio 
dissolvido no biofilme, contudo quando se atinge um determinado valor, o perfil da 
concentração de oxigénio dissolvido no biofilme deixe de se alterar, (ii) as bactérias 
heterotróficas competem com as bactérias nitrificantes por oxigénio, resultando numa 
inibição do processo de nitrificação e (iii) a competição por substrato nos biofilmes conduz a 
uma estrutura de biofilme estratificada. Foi ainda possível verificar que a distribuição 
espacial de componentes bióticos e abióticos, afecta de facto a transferência de substrato 
para o biofilme e a competição entre espécies. 
Outro estudo experimental que veio confirmar a existência de várias camadas no biofilme, 
ocupadas por diferentes espécies, e a importância da incorporação deste fenómeno nos 
modelos matemáticos, foi desenvolvido por van Loosdrecht et al., (1995), que estudou a 
distribuição populacional de organismos nitrificantes e heterotróficos, recorrendo a um 
eléctrodo de oxigénio. Foi observado que a estrutura interna do biofilme era extremamente 
heterogénea com muitos poros e protuberâncias, isto é, o perfil de oxigénio diferiu muito de 
local para local (de colónia para colónia) e entre partículas (colónias) da mesma amostra, 
quando o atrito provocado pela passagem de ar e água era baixo. Por outro lado, quando 
estas forças de atrito aumentavam, van Loosdrecht et al. verificaram que apenas uma parte 
 
24 
de biofilme se desenvolvia, isto é, em estado estacionário, para além da densidade do 
biofilme ser regulada pelo atrito, o crescimento deste também é balanceado pelo seu 
desprendimento.  
Skowlund (1990) tinha chegado à mesma conclusão de van Loosdrecht et al. quando 
estudou o efeito do crescimento do biofilme em estado estacionário, utilizando o modelo 
desenvolvido por Wanner e Gujer (1985 e 1986), tendo demonstrado que a utilização deste 
procedimento se justificava em biofilmes limitados e não limitados através do atrito, isto é, 
em biofilmes cujo crescimento (aumento da sua espessura) não é maior porque estão 
sujeitos a forças de atrito (ex. biofilmes que crescem em reactores que estão em 
movimento). 
Para biofilmes não limitados, Skowlund mostrou que apesar de a espessura total continuar a 
aumentar ao longo do tempo, o volume de biofilme activo atinge um valor constante. Para 
além disso, os perfis de microrganismos activos dentro do biofilme e na interface fase líquida 
/ biofilme também se mantêm constantes. Da mesma forma, para um biofilme limitado por 
atrito, assim que a espessura atinge um determinado limite, o volume activo do biofilme, o 
consumo de substrato e os perfis de microrganismos activos tornam-se independentes da 
espessura. 
Relativamente ao desprendimento do biofilme foi desenvolvido por Stewart (1993) um 
modelo matemático que, através de uma base teórica, permitiu a resolução de muitas das 
expressões empíricas propostas na literatura relativas a este fenómeno (Chaudhry e Beg, 
1998).  
Por outro lado, um avanço significativo na modelação de biofilmes foi obtido com a 
incorporação de interacções iónicas e do efeito do pH, na descrição do transporte de massa 
e da reacção biológica Flora et al. (1993, 1995 (a), 1995 (b) e1995 (c)). 
Este modelo incluiu: equação de Nernst – Plank – equação para definir o fluxo de difusão de 
espécies iónicas; lei de Fick – equação para o representar o fluxo difusional de espécies 
neutras; resistência de transferência externa de massa; modelo em estado estacionário em 
que o carbono era limitante (Chaudhry e Beg, 1998). 
 
1.3.6. Desenvolvimento recente da modelação de biofilmes 
Como anteriormente referido, na última década observou-se um certo redireccionamento na 
modelação de biofilmes. 
 
25 
Os modelos iniciais descreviam os biofilmes como materiais homogéneos, em estado 
estacionário e como se contivessem uma única espécie bacteriana, incorporando 
fenómenos de transporte de massa e transformações bioquímicas. São modelos a 1D que 
se socorrem apenas de uma dimensão face à uniformidade que assumem. 
Posteriormente, foram desenvolvidos formalismos dinâmicos, estratificados, capazes de 
descrever biofilmes multi-espécie e multi-substrato. Contudo, não incorporaram a 
heterogeneidade da estrutura do biofilme, isto é, o tipo de estrutura do biofilme era uma 
condição inicial. 
No entanto, através de técnicas sofisticadas (CSLM), Costerton et al., (1994) vieram 
demonstrar que os biofilmes são estruturas muito heterogéneas, constituídas por 
agrupamentos de células, que se desenvolvem de forma mais ou menos independente, 
materializando poros e canais de dimensão micrométrica. Estas observações mostraram 
ainda que a concentração de oxigénio varia consideravelmente entre os grupos de células e 
os canais de maior dimensão, levando a uma interpretação tridimensional da estrutura do 
biofilme, o que implica dispor de uma informação de base muito exigente.  
A compreensão da estrutura do biofilme tornou-se ainda mais importante não só devido a 
aspectos relacionados com uma melhor caracterização da respectiva morfologia, mas 
porque tal era necessário para a descrição de fenómenos de transferência de massa no 
interior e na superfície de contacto do biofilme com a fase líquida (Hermanowicz, 2001). 
Picioreanu et al., (1998 (a), 1998 (b) e 1999) e Noguera et al., (1999) apresentaram 
descrições microbiológicas do biofilme, incorporando não só o transporte de massa, como 
também aspectos hidrodinâmicos e da dinâmica das populações. Nos modelos de 
Picioreanu et al., foi incluído o conceito de “cellular automaton” (CA), em que as células são 
tratadas como entidades discretas. Estas entidades são associadas ao espaço que está 
dividido numa quadrícula uniforme, de dimensões conhecidas e que constituem as unidades 
básicas do modelo. Às unidades podem ser atribuídos diferentes estados, isto é, ocupado 
ou vazio, permitindo desta forma o seu tratamento isoladamente no tempo. A mudança do 
estado destas unidades é controlada através de regras dependentes das condições locais, 
nomeadamente que envolvem o fornecimento de nutrientes às unidades em análise, embora 
cada unidade possa ser regida de forma independente. Desta forma, este modelo permite 
prever o crescimento do biofilme numa perspectiva tridimensional conseguindo relacionar 
esse crescimento com, por exemplo, o fluxo de substrato em cada unidade básica do 
modelo. 
Recentemente, surgiram os chamados modelos híbridos, que combinam aproximações do 
modelo do “cellular automaton” (CA) com o fluxo de substrato nas várias zonas do biofilme. 
 
26 
Esta evolução na complexidade dos modelos foi possível devido aos avanços muito 
significativos de ferramentas informáticas, como é o caso do programa AQUASIM e 
MATHLAB. 
Hermanowicz (2001), desenvolveu um modelo 2D baseado no conceito de “cellular 
automaton” (CA), o qual considera apenas uma única espécie de microrganismos e a 
limitação de um nutriente. Os resultados deste modelo mostraram que uma pequena 
alteração na concentração do nutriente considerado poderá influenciar o desenvolvimento 
do biofilme. Para além disso, este modelo veio ainda mostrar que quanto menor for a 
interface fase líquida /biofilme, mais denso e compacto é o biofilme, devido à resistência de 
transferência de massa, que neste caso é menor. Nesta situação foram observadas, em 
maior número, formas em cogumelo e túlipa das colónias do biofilme. O modelo permitiu não 
só simular uma série de distintas morfologias de biofilme, como também sugeriu que a 
diversidade verificada poderá resultar da organização individualizada das unidades 
consideradas, as quais são reguladas através de regras simplificadas e localizadas. As 
diferenças estruturais do biofilme obtidas resultaram da alteração de características básicas 
ambientais, não tendo sido impostas à partida. 
Estes modelos são muitas vezes referidos na literatura como baseados na biomassa 
(“biomass based models – BbMs”), ou modelos de população espacialmente estruturada 
(Kreft et al., 2001). Esta classificação deve-se ao facto de neste tipo de modelos a estrutura 
do biofilme ser uma característica resultante das acções e interacções das unidades 
consideradas entre elas e com o ambiente que as rodeia. 
Kreft et al., (2001), desenvolveram um modelo baseado nos BbMs, no qual as acções, 
interacções e propriedades descritas, não são as da biomassa mas sim as de indivíduos 
(células bacterianas) de forma a poder compreender a população ou a comunidade. Em 
contraste com os modelos BbMs, estes são, designados por modelos baseados em 
indivíduos (“individual-based modelling – IbM”), permitiram interpretar individualmente os 
organismos, células bacterianas neste caso, considerados como entidades fundamentais. 
Este modelo foi aplicado a duas espécies bacterianas (bactérias que oxidam amónia e 
nitrito), e simulado em 2D e 3D, isto é, para a difusão e reacção do substrato foi utilizada 
uma definição espacial a 2D e para as bactérias, de forma a permitir os mesmos graus de 
liberdade do movimento celular que existem na realidade, um espaço a 3D. No modelo foi 
considerada a equação de Monod para descrever a taxa de consumo de azoto (v
N
), 
admitindo uma dupla limitação de substrato (azoto e oxigénio) (eq. 13) e uma relação entre 
esta taxa e a de consumo de oxigénio (v
O
), através da eq. 14, 
 
 
27 
v
N
 = M
X
 V 
max, N 








+








++ OOS
O
NiNNNS
N
CK
C
KCCK
C
,
,
2
,
/
                 eq. 13 
 
sendo M
X
 a quantidade de biomassa (matéria seca), V 
max, N
 a taxa máxima específica de 
consumo de azoto, C
N
 e C
O
 as concentrações dos respectivos substratos, K
S
 a constante de 
saturação de Monod e K
i
 a constante de inibição do substrato. 
v
O
 = v
N
 
O
N
Y
Y
                                                 eq. 14 
N
Y  é o rendimento de crescimento celular devido ao azoto (dador de electrões) e 
O
Y  é o 
rendimento de crescimento celular devido ao oxigénio (receptor de electrões). 
A concentração de substrato solúvel e os produtos de reacção são dados através do 
balanço de massa descrito pela eq. 15. 
 
i
ii
i
i
r
Z
C
X
C
D
t
C
+
∂
∂
+
∂
∂
=
∂
∂
)(
2
2
2
2
                                   eq. 15 
sendo D o coeficiente de difusão e r a taxa de reacção para cada composto. 
Analisando estes dois tipos de modelos (BbM e IbM), chegou-se à conclusão que o 
comportamento do modelo BbM é melhor quando se trata de sistemas a uma escala 
macroscópica, o que é particularmente importante quando se está a caracterizar 
heterogeneidades a nível global do sistema. Conclui-se também que durante o crescimento 
do biofilme a sua forma é muito influenciada por fenómenos de reacção e difusão de 
substrato e pelo mecanismo de crescimento da biomassa (forma de ocupação e expansão 
da biomassa no espaço). 
Aquele modelo foi ainda aperfeiçoado por Kreft e outros investigadores que introduziram a 
influência da produção de substâncias extracelulares poliméricas (EPS) na estrutura do 
biofilme (Kreft e Wimpenny, 2001 (a) e Kreft e Wimpenny, 2001 (b)). 
Chang et al., (2003) desenvolveram um modelo IbM, 3D, CA, incorporando a difusão 
discreta Browniana, utilizando várias técnicas (transporte de nutrientes independente) que 
permitiram a simulação tridimensional do transporte destes produtos, de forma a permitir 
uma melhor interpretação dos efeitos provocados pela heterogeneidade da concentração de 
 
28 
nutrientes. Este estudo englobou dois cenários, sendo o primeiro relativo à limitação de 
transporte de nutrientes dentro do biofilme e, com o segundo, pretendeu-se avaliar a 
influência do fenómeno de auto-inibição (inibição provocada pelos produtos finais da síntese 
metabólica). 
Nesse estudo verificou-se que tanto as limitações de transporte de nutrientes, como a 
produção de metabolitos auto-inibitórios influenciam a formação dos canais constituintes da 
estrutura do biofilme.  
Por outro lado, os modelos IbM permitem incorporar e analisar espécies e fenómenos 
específicos, (ex. fenómenos de mutação) proporcionando um maior grau de detalhe e um 
aprofundamento significativo do conhecimento relativo à formação do biofilme. Contudo, o 
elevado detalhe necessário para a descrição do biofilme pode ser uma desvantagem, nos 
casos de modelação de sistemas heterogéneos a uma escala macroscópica. Para além 
disso, é evidente que os modelos IbM requerem recursos computacionais mais expeditos do 
que, por exemplo, os modelos BbM.  
Para tentar reconciliar a extensão e grau de detalhe dos modelos IbM com os recursos 
disponíveis, foi proposto por Picioreanu et al., (2004) um modelo baseado em partículas, 
multi-dimensional e multiespécie, vindo a traduzir-se numa versão ampliada de um IbM. O 
modelo inclui os seguintes factores: (i) três categorias de biomassa activa (bactérias 
aeróbias oxidativas de amónia, bactérias aeróbias oxidativas de nitrito e bactérias 
anaeróbias oxidativas de amónia); um único tipo de biomassa inerte – resultante da morte 
da biomassa activa; representação 3D da estrutura do biofilme, através de esferas que 
representam as partículas de biomassa. Cada esfera contém apenas um tipo de biomassa 
activa e uma fracção de biomassa inerte. Foi considerada uma densidade constante para as 
partículas, podendo variar a massa e o volume da partícula ao longo do tempo; crescimento 
diferenciado da biomassa (para cada tipo de biomassa (representadas por “b” na eq. 16)) 
descrito através de um balanço de massa para cada partícula (p) (eq. 16); 
bX
p
bX
r
dt
dm
,
)(
,
=        p = 1,2,…., N
p
  e  b= 0,1,2,..., N
B
      eq. 16. 
                
)(
,
p
bX
m  representa o somatório da biomassa activa da partícula p 
(ii) divisão da biomassa – em que prevalece uma determinada direcção para o crescimento 
celular consoante o tipo de microrganismo; expansão da biomassa (“biomass spreading”) – 
este fenómeno ocorre devido ao crescimento da biomassa; desprendimento da biomassa – 
consistiu na remoção de todas as partículas, que ao se sobreporem umas às outras, 
 
29 
impunham uma espessura ao biofilme superior à que é assumida à partida, isto é, foi 
considerada uma espessura constante do biofilme; balanços de massa para os substratos 
solúveis (n) no biofilme. A distribuição espacial da concentração de substratos, de produtos, 
etc, influencia a taxa de crescimento de cada tipo de biomassa e, consequentemente, a 
distribuição espacial das bactérias. Devido ao crescimento, divisão, expansão e 
desprendimento da biomassa, a distribuição espacial dos microrganismos varia no tempo, o 
que origina uma variação também da concentração de substrato. Por esta razão, a eq. 17, 
inclui expressões de reacção e difusão relativas aos balanços de massa em estado 
dinâmico. 
nS
nSnSnS
n
nS
r
Z
C
Y
C
X
C
D
t
C
,
2
,
2
2
,
2
2
,
2
,
)( +
∂
∂
∂
∂
+
∂
∂
=
∂
∂
  n – 1,2,......, N
s
     eq. 17 
(iii) balanços de massa para os substratos solúveis (n) na fase líquida (eq. 18) 
dZdYdXZYXr
LVL
A
CC
V
Q
dt
dC Z
L
nS
Y
L
X
L
ZY
F
b
nS
in
nS
b
nS
),,()(
0
,
00
)(
,
)(
,
)(
,
∫∫∫
+−= .      eq.18  
n= 1, 2, ....N
S 
Através deste modelo foi possível não só descrever processos físico-químicos, como sejam 
o transporte e reacção de substratos, mas também caracterizar o comportamento da 
biomassa de uma forma mecanística e extremamente abrangente a partir de acções e 
interacções (crescimento, divisão e movimento) à escala da partícula (colónia) ou até 
mesmo individual.  
Simultaneamente com o modelo de Picioreanu et al., (2004), surgiu o trabalho de Laspidou e 
Rittmann (2004) que desenvolveram um modelo 2D, baseado no conceito CA, multi-
componente e unificado (UMCCA), que permitiu quantificar a heterogeneidade do biofilme, 
tendo considerado todas as componentes que o constituem, nomeadamente três espécies 
sólidas (biomassa activa, biomassa morta ou inerte e EPS) e três componentes solúveis 
(substratos solúveis e dois tipo de produtos microbiológicos (SMP)). 
O modelo utilizou uma representação discreta da fase sólida através do conceito de CA e os 
métodos clássicos contínuos para os componentes solúveis, vindo permitir unificar e integrar 
várias componentes e as suas respectivas densidades, nomeadamente os vários tipos de 
biomassa (activa e inerte), as EPS e os SMP, que até então eram tratadas de forma 
individualizada, propondo o conceito de densidade composta, ou seja a densidade que inclui 
as várias componentes. No entanto, e apesar das componentes poderem estar integradas, 
 
30 
foi possível também analisá-las individualmente, isto é, o modelo também permite verificar a 
distribuição, no espaço e no tempo, das várias componentes. 
O modelo considera ainda os seguintes aspectos: cinética dupla de Monod para representar 
a taxa de consumo de oxigénio e substrato; balanços de massa independentes para o 
substrato (dador), produtos associados à utilização de substrato (UAP), produtos associados 
à biomassa (BAP), biomassa activa (X
a
), biomassa inerte (X
res
), e EPS incluindo em todas 
as expressões um termo para o estado não estacionário; um perfil para o oxigénio e a 
definição da densidade composta (
ji
CompDen
,
), 
max,
,
max
,
max
,,
res
ji
res
jiji
a
ji
xXepsEPSxXCompDen ++=               eq.19 
x
a,max
, eps
max
 e x
res,max, 
representam as densidades máximas de cada compartimento. 
A densidade composta é obtida multiplicando a fracção de cada espécie sólida pela sua 
máxima densidade, isto é, cada compartimento incorpora os três componentes da biomassa, 
cada um com uma única fracção na sua densidade máxima. Foi considerado ainda que cada 
compartimento era homogéneo no que respeita às componentes da biomassa. 
- definição da razão de consolidação (Uc) (eq.20); 
)0315,0exp(9820,01
cc
tU −−=                                        eq 20 
t
c
 – tempo de consolidação (T) 
Ao incluir forças horizontais e verticais, bem como vibração, o modelo simulou a 
consolidação do biofilme (através da introdução de U
c
 que aumenta com a idade da 
biomassa), ou seja, simulou uma maior densidade do biofilme. A introdução deste fenómeno 
permitiu representar as diferenças de densidade ao longo do biofilme, o que tem sido 
confirmado experimentalmente. 
No Quadro 1 mostra-se, resumidamente, algumas das principais características dos 
modelos referidos anteriormente. 
 
 
31 
Quadro 1 – Resumo dos principais modelos e respectivas características 
Autor 
Nº 
substratos 
Formalismo 
Cresc. e 
perda de 
células 
Espessura 
biofilme 
Geometria 
do biofilme  
Outro fenómeno Ano 
Atkinson e Davies 1 Monod - Constante 
no tempo 
Plana – 1D - 1974 
Williamson e 
McCarty 
1 Monod - Constante 
no tempo 
Plana – 1D 1 Subs. limitante 1976 
Rittmann e 
McCarty 
1 Monod √ Constante 
no tempo 
Plana – 1D 
Smin 
Crescimento e morte 
celular 
Eq. da espessura do 
biofilme 
1980 
McGee et al. 2 Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√ Constante 
no tempo 
Plana – 1D Subs. limitantes – Dupla 
limitação 
1972 
Szwerinski et al. 2 Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
- Constante 
no tempo 
Plana – 1D Subs. Limitantes - 
Transferência de subs. 
limitantes; O
2
; N; 
bicarbonato. 
1986 
Tanaka e Dunn 2 Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
- Constante 
no tempo 
Plana – 1D Subs. limitantes - Dupla 
limitação; NH
4
; O
2
 
1982 
Ritrmann e 
Dovantzis 
1 / 2 Monod - Constante 
no tempo 
Plana – 1D Subs. limitantes - Dupla 
limitação 
1983 
Benefield e Molz 2 Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√ Constante 
no tempo 
Plana– 1D Espécie heterotróficas          
pseudo-estacionário 
1985 
Kissel et al. Multiplos Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√ Variável no 
tempo 
Plana – 1D Multi-substrato            
Multi-espécie       
Interacção entre micror.        
Estratificado         
Dinâmico 
Não estacionário 
1984 
Wanner e Gujer Multiplos Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√ Variável no 
tempo 
Plana – 1D Multi-substrato            
Multi-espécie       
Interacção entre micror. 
Estratificado         
Dinâmico   
Desprendimento da 
biomassa 
1985 
e 
1986 
Rittmann e 
Manem 
Multiplos Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√. Variável no 
tempo 
Plana – 1D Multi-substrato            
Multi-espécie       
Interacções entre 
microrganismos 
Estratificado         
Dinâmico                  
Estado estacionário 
1992 
 
 
 
32 
Quadro 1 – Resumo dos principais modelos e respectivas características (cont.) 
Autor 
Nº 
substratos 
Formalismo  
Cresc. e 
perda 
Espessura 
biofilme 
Geometria 
do modelo 
Outro fenómeno Ano 
Gadani et al. Multiplos Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√ Variável no 
tempo 
Plana – 1D 
Multi-substrato            
Multi-espécie       
Interacções entre 
micror. Estratificado             
Dinâmico                  
Estado estacionário 
Desprendimento da 
biomassa 
1993 
Furumai e 
Rittmann 
Multiplos Monod 
(Formulação 
multiplicativa  
√ Variável no 
tempo 
Plana – 1D 
Multi-substrato            
Multi-espécie       
Interacções entre 
microrganismos 
Estratificado         
Dinâmico                  
Estado estacionário 
Desprendimento da 
biomassa 
1994 
Wanner e Reichert Multiplos Monod (“double 
Monod – 
interactive”) 
√ Variável no 
tempo 
Plana – 1D 
Multi substrato             
Multi-espécie       
Interacções entre 
micror. Estratificado 
com alterações da 
porosidade Dinâmico   
Desprendimento e 
agregação simultânea 
de células                
Transporte difusional 
de compostos 
particulados para a 
matriz 
1996 
Imai et al. Multiplos Monod 
(associada ao 
consumo de 
cada substrato) 
√ Variável no 
tempo 
Plana – 1D 
Multi-substrato            
Multi-espécie     
Estratificado         
Dinâmico            
Introdução do conceito 
de biomassa 
adormecida 
1994 
Flora et al. Multiplos-
moléculas e 
iões 
Monod (depend. 
do pH) 
-. Constante 
no tempo 
Plana – 1D 
Multi-substrato            
Multi-espécie       
Interacções iónicas e 
efeito do pH 
1993 
1995 
Picioreanu et al. 1 Monod √ Variável no 
tempo 
2D e 3D 
Multi-espécie      
Interacções 
aprofundadas entre 
microrganismo. 
Introdução do conceito 
de Automato Celular     
Modelo baseado na 
biomassa 
1998 
 
 
33 
Quadro 1 – Resumo dos principais modelos e respectivas características (cont.) 
Autor 
Nº 
substratos 
Formalismo 
Cresc. e 
perda 
Espessura 
biofilme 
Geometria 
do modelo 
Outro fenómeno Ano 
Noguera et al. 1 Monod √. Variável no 
tempo 
3D 
Multi-espécie      
Interacções aprofundadas 
entre microrganismos, 
nomeadamente ao nível da 
dinâmica de populações 
Modelo baseado na 
biomassa 
1999 
Hermanowicz 1 Monod √ Variável no 
tempo 
2D 
Modelo baseado na 
biomassa               
Conceito de Automato 
Celular                       
Mono-espécie 
2001 
Kreft et al. 2 Monod √ Variável no 
tempo 
2D e 3D 
Introdução do conceito de 
modelo baseado em 
indivíduos 
2001 
Chang et al. Multiplos - √ Variável no 
tempo 
3D 
Modelo baseado em 
indivíduos               
Conceito de Automato 
Celular                        
Efeito de auto-inibição 
Mono-espécie 
2003 
Picioreanu et al. Multiplos Monod √ Variável no 
tempo 
3D 
Modelo baseado em 
partículas                  Vários 
tipos de biomassa      Multi-
espécie          Fenómeno 
de expansão da biomassa 
2004 
Laspidou e 
Rittmannl. 
Multiplos Monod √ Variável no 
tempo 
2D 
Conceito de Automato 
Celular multi-componente 
unificado                       
Definição de densidade 
composta              
Definição de razão de 
consolidação 
2004 
(Adaptado de Chaudhry e Beg, 1998) 
 
 
Apesar de actualmente a investigação sobre biofilmes lidar com fenómenos microbiológicos 
extremamente complexos, a compreensão das cinéticas envolvidas ainda se restringe à 
degradação de substratos solúveis. No entanto, têm sido desenvolvidos esforços para que a 
modelação possa incorporar informação sobre a degradação de matéria orgânica coloidal 
em reactores de biomassa fixa (Larsen et al., 1994). 
 
34 
1.3.7. Cinética de reacção biológica  
Nos processos biológicos, o conhecimento da cinética de remoção de substrato é importante 
para a respectiva concepção e dimensionamento, na medida em que permite a interpretação 
da reacção envolvida, nomeadamente das suas limitações e potencialidades. A avaliação da 
cinética é, normalmente, efectuada através de ensaios específicos, realizados sob 
condições experimentais conhecidas, o que permite simular o comportamento da população 
biológica, ou mesmo promover a predominância de espécies com maior afinidade para o 
substrato (Wanner, 1994). 
Tratando-se de culturas mistas, as condições impostas, antes ou durante a realização dos 
ensaios, tem ainda maior importância, uma vez que poderão determinar a selecção de 
algumas espécies (Domingos, 1999). Com efeito, pela análise dos valores de constantes 
cinéticas, referenciadas em diversos estudos, constata-se que são pouco homogéneos, 
especialmente quando obtidos em ensaios realizados em reactores “batch”, o que se admite 
poder estar relacionado com a história da cultura, para além das espécies bacterianas 
presentes (Grady et al., 1996 e Templeton e Grady, 1988). A história da cultura, englobando 
aspectos relativos à selecção dos microrganismos, à sua afinidade para o substrato e à 
respectiva capacidade de adaptação a novos ambientes, pode alterar o estado fisiológico 
inicial da cultura que, conforme demonstrado por Daiger e Grady (1982 (a) e 1982 (b)), tem 
impacte significativo na cinética de biodegradação.  
Monod, e mais tarde Chudoba (Chudoba, 1989, Grady et al., 1996, Okpokwasili, e Nweke, 
2005), nos estudos relativos à formulação do seu modelo cinético tinha já evidenciado que 
as culturas bacterianas passam por “crises”, que modificam, profundamente, as suas 
propriedades, verificando ainda que a idade das culturas pode influenciar a morfologia das 
células bacterianas. Em geral, a dimensão das células altera-se ao longo do crescimento, 
dentro da mesma cultura, passando por um máximo no fim da fase de latência, 
permanecendo constante na fase exponencial e diminuindo de seguida. Estas razões, 
levaram Monod a questionar a forma como a biomassa é avaliada, a qual pode, variar da 
simples enumeração à quantificação, centrada em características específicas, o que pode 
conduzir também a informação pouco homogénea. 
Relativamente à descrição da cinética de biodegradação, para além de aspectos 
conceptuais de base, esta requer, necessariamente, a quantificação das constantes 
cinéticas envolvidas, constatando-se que se lhe podem associar questões matemáticas e de 
terminologia. 
Quanto ao primeiro tipo de questões, a quantificação de constantes está dependente da 
capacidade de rotinas matemáticas disponíveis para estimarem os respectivos valores, 
 
35 
sendo comuns as dificuldades de validação de alguns valores, como por exemplo quando 
há parâmetros que não são independentes. Nestes casos, a validade das estimativas é 
questionável, independentes do rigor que possa ter sido posto nos ensaios laboratoriais. 
A base matemática para estimar parâmetros cinéticos dos processos microbiológicos tem 
utilizado formas derivadas, e integradas, das equações associadas às reacções de catálise 
enzimática, o que tem sido realizado por ajustamento de funções a dados gerados 
experimentalmente, como nos estudos de Counotte e Prins (1979), Duggleby e Morrison 
(1977) e por Robinson et al., (1983), entre outros. A equação de Monod pode ser utilizada 
para estimar parâmetros cinéticos de crescimento, tendo, no entanto, presente que as 
respectivas estimativas poderão estar influenciadas pela história do crescimento do inóculo. 
Para além disso, a adopção de valores estimados deverá ser precedida da realização de 
análises de sensibilidade para testar a fiabilidade do ajustamento paramétrico. 
Geralmente, os métodos de determinação das constantes cinéticas podem ser divididos em 
dois grupos, de acordo com o modo de cultura: cultura em reactor “batch” e cultura em 
contínuo, sendo o primeiro predominantemente usado, designadamente na obtenção de 
dados sobre biodegradabilidade de compostos orgânicos (Gates e Marlar, 1968, Simkins e 
Alexander, 1984, Simkins e Alexander, 1985, Braha e Hafner, 1987, Lewandowski, 1990, 
Ellis et al., 1986). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
36 
 
 
 
37 
2. Objectivos 
O presente trabalho teve por objectivo contribuir para o estudo da cinética de degradação de 
um substrato orgânico em biofilmes de espessura controlada, ou seja, constante no tempo, 
obtidos com um dispositivo experimental especialmente concebido para produzir biofilmes 
de determinada espessura. Utilizando-se o tempo como medida indirecta deste parâmetro, 
introduziu-se o conceito de “idade do biofilme (Id)”, entendido como o tempo máximo (t
m
) 
que a biomassa se encontra fixa a um suporte, normalmente definido por um intervalo (t
m
 - ε; 
t
m
), sendo ε, tal como t
m
, valores de tempo previamente adoptados. 
Apesar dos inúmeros trabalhos já realizados sobre biofilmes, considera-se inovadora a 
abordagem adoptada, na medida em que esses trabalhos foram realizados com biofilmes 
em crescimento contínuo. 
De modo complementar, o trabalho incorporou o desenvolvimento de um método “on-line” 
não destrutivo para determinar a espessura do biofilme, baseado na capacidade eléctrica. 
Assim, para prossecução do objectivo principal do trabalho, adoptaram-se os seguintes 
objectivos específicos: 
- estudo da cinética de degradação de um substrato orgânico utilizando biofilmes 
de diferentes idades; 
- desenvolvimento de um método de medição da espessura do biofilme; 
- análise da estrutura do biofilme através de microscopia electrónica. 
 
38 
 
 
 
39 
3. Plano Experimental 
3.1. Descrição geral 
Para satisfação dos objectivos a que o presente trabalho se propôs, foi fixado um Plano 
Experimental que comportou quatro Fases, como a seguir se indica (Quadro 2).  
 
Quadro 2 – Resumo do Plano Experimental 
Fase Objectivo Descrição sumária 
0 
Estudos preparatórios necessários à 
execução das fases seguintes  
- Estudo de um biofilme com espessura (e idade) 
crescente (processo normal de crescimento de 
um biofilme), utilizando duas concentrações de 
substrato: 500 e 1000 mg/l - CQO 
- Verificação da eventual existência de adsorção 
do substrato ao meio de suporte 
1 
Desenvolvimento de um método de 
medição da espessura do biofilme 
- Estudo da relação entre a espessura do biofilme 
e a variação da capacidade eléctrica entre duas 
placas paralelas dispostas a igual distância do 
biofilme 
- Estudo da melhor frequência para medir a 
variação da capacidade eléctrica em função da 
espessura do biofilme 
2 
Estudo da cinética de degradação de um 
substrato orgânico (concentração 
média*) através de biofilmes de 
espessura constante 
- Estudo da degradação de um substrato 
orgânico a uma concentração de 500 mgO
2
/l- 
CQO, através de biofilmes com idades 
compreendidas entre 0,5 e 6 dias 
3 
Estudo da cinética de degradação de um 
substrato orgânico (concentração alta*) 
através de biofilmes de espessura 
constante 
- Estudo da degradação de um substrato 
orgânico a uma concentração de 1000mgO
2
/l - 
CQO, através de biofilmes com idades 
compreendidas entre 0,5 e 6 dias 
* - Caracterização indicativa do teor de matéria orgânica do substrato, relativamente a uma água residual doméstica 
 
No Quadro 3, indicam-se os ensaios correspondentes à Fase 1 
 
Quadro 3 – Plano Experimental (Fase 1) 
Ensaio  Caudal (l/h) S
0
 (mgO
2
/l) Frequência (KHz) 
1.1 0,5 500 1 
1.2 0,5 500      10 
1.3 0,5 500    100 
S
0
 – Concentração de substrato na alimentação do reactor, medida em CQO. 
 
 
 
40 
No Quadro 4, indicam-se os ensaios correspondentes às Fases 2 e 3 
Quadro 4 – Plano Experimental (Fases 2 e 3) 
FASE EXPERIMENTAL 
FASE 2 FASE 3 
Ensaio  Id  (d) Caudal (l/h) S
0
 (mgO
2
/l) Ensaio  Id  (d) Caudal (l/h) S
0
 (mgO
2
/l) 
2.1 0,5 – 1 0,5 500 3.1 0,5 – 1 0,5 1000 
2.2 1 – 2 0,5 500 3.2 1 – 2 0,5 1000 
2.3 2 – 3 0,5 500 3.3 2 – 3 0,5 1000 
2.4 3 – 4 0,5 500 3.4 3 – 4 0,5 1000 
2.5 4 – 5 0,5 500 3.5 4 – 5 0,5 1000 
2.6 5 – 6 0,5 500 3.6 5 – 6 0,5 1000 
Id – Idade do biofilme; S
0
 – Concentração de substrato na alimentação do reactor, medida em CQO;  
 
41 
4. Materiais e Métodos 
4.1. Materiais 
4.1.1. Substrato 
O substrato utilizado foi adaptado de Santana, F. (1986) e consistiu em leite em pó 
desnatado (Molico – Nestlé) diluído para se obterem concentrações de CQO de 500 e 1000 
mgO
2
/l.  
No Quadro 5, indicam-se as características principais do substrato utilizado, constatando-se 
que satisfazem os requisitos básicos de nutrientes, sendo a relação de CQO/N/P de 25/1/0,9 
para ambas as concentrações (500 e 1000 mgO
2
/l). 
Quadro 5 – Principais características do substrato 
S
0
 (mgO
2
/l – CQO) 
Parâmetro 
500 1000 
pH 6,7 6,9 
SST (mg/l) 32 38 
CQO (mg O
2
 /l) 500 1000 
Azoto total (mg N /l) 20 40 
Fósforo total (mg P /l) 18 36 
 
As características indicadas para as soluções de alimentação correspondem, 
respectivamente, a uma diluição de 0,55 g e 1,2 g de leite em pó desnatado por litro de 
água. 
 
4.1.2. Dispositivos experimentais 
4.1.2.1. Para a obtenção de biofilmes de idade constante 
No diagrama apresentado na Figura 4 mostra-se a instalação piloto utilizada para obtenção 
de biofilmes, constituída por reactores isolados de discos biológicos, que incluía: 
 
a) Sistema de alimentação de substrato e de recolha de efluente, incorporando o seguinte 
equipamento: 
- dois reservatórios de armazenamento da solução de alimentação com uma 
capacidade individual de 65 litros, instalados em dois frigoríficos, marca “Sharp”, 
(Japão); 
 
- seis bombas peristálticas de débito variável, marca “Watson – Marlow” 
(Inglaterra), tipo 302S e 503S. 
 
42 
-  dois reservatórios para recolha da descarga da instalação piloto com uma 
capacidade individual de 50 litros. 
b) Reactores de discos biológicos 
- número de reactores ..........................................................................6 
- volume unitário (l).............................................................................0,9 
- número de discos / reactor (Teflon) ...................................................4 
- diâmetro dos discos (m).................................................................0,12 
- accionamento dos discos através de moto-redutor, marca “Oriental Motor” 
(Japão) 5IK60GS – CFE 
- Velocidade de rotação dos discos (r.p.m.)........................................10 
c) Controlo de temperatura aproximadamente a 20ºC, por sistema de ar condicionado 
instalado na sala onde se encontrava a instalação piloto. 
 
 
Figura 4 - Instalação piloto 
 
 
 
 
 
 
43 
Na Figura 5, mostram-se os vários sistemas constituintes da instalação piloto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5 – Aspectos da Instalação Piloto (A – Vista geral: B – Sistema de alimentação; C – 
Dispositivo para medição da espessura de biofilme; D – Detalhe dos reactores de 
discos biológicos 
 
4.1.2.2. Para medição da espessura do biofilme 
A espessura do biofilme foi medida através de observação directa, utilizando um micrómetro 
com uma ampliação de 12 x, conforme se mostra na Figura 6.  
 
Figura 6 – Micrómetro utilizado para medição da espessura de biofilme. 
 
B 
C 
D 
A 
 
44 
4.1.2.3. Para medição da capacidade eléctrica  
Na Figura 7 mostra-se o dispositivo experimental desenvolvido para medir a capacidade 
eléctrica “on-line”, de forma não invasiva para o biofilme. 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 - Placas de circuito impresso de dupla face 
2 – Bloco em acrílico 
3 – Fios condutores 
4 – Haste para suporte do dispositivo 
5 - Disco biológico 
6 - Medidor de capacidade eléctrica 
 
Figura 7 – Dispositivo experimental para medição da capacidade eléctrica 
Para as várias experiências construiu-se um dispositivo de medição constituído por duas 
placas (1) espaçadas de 17mm, através de um bloco espaçador em acrílico (2). O 
comprimento e largura das placas era de 100 e 85 mm respectivamente, correspondendo 
por isso a uma área de 8500mm
2
. O dispositivo foi construído tendo em consideração que 
entre as placas ficaria colocado o disco rotativo (5), meio de suporte para o crescimento do 
biofilme, fixado através de uma haste (4) e de uma garra. Foi utilizada uma ponte “RLC 
QuadTech” (EUA), modelo 7600 (6), para medir a impedância, cuja gama de medição de 
capacidade variava de 1 pF a 10 µF, com frequência de excitação programável entre 10Hz e 
2 MHz. A tensão aplicada entre as placas foi, em todas experiências, de 1 V. 
 
 
45 
4.1.2.4. Para verificação de eventuais processos de adsorção de substrato ao meio de 
suporte  
Com o objectivo de verificar se durante as primeiras horas de ensaio o fenómeno de 
adsorção de substrato ao meio de suporte era significativo, foram realizados ensaios 
isolando o ambiente envolvente do reactor, através de uma tampa, e aplicando um fluxo de 
azoto para substituição do ar, por forma a impedir a presença de oxigénio. 
Durante o ensaio manteve-se a rotação dos discos, de modo a simular condições próximas 
das de realização dos ensaios principais deste estudo. 
Na Figura 8 mostra-se a instalação construída para a realização dos testes de adsorção ao 
meio de suporte utilizado. 
 
 
Figura 8 – Adaptação da instalação para ensaios de verificação de adsorção 
de substrato ao meio de suporte 
 
4.2. Métodos 
Todas as determinações analíticas foram realizadas de acordo com as técnicas descritas no 
Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (APHA, 2005). A fracção 
solúvel das amostras foi obtida por filtração através de filtros “Whatman” GF/C (EUA). 
 
 
46 
4.2.1. Carbono Orgânico Total (DOC) 
O carbono orgânico total foi determinado na fracção solúvel das amostras, através de um 
analisador de carbono total “TOC – 5000 A” da “Shimadzu” (Japão). 
O equipamento usado mediu separadamente o carbono total (CT) e o carbono inorgânico 
(CI), tendo-se obtido o DOC por diferença daqueles valores. 
Na determinação do carbono total, a amostra passava por um tubo de combustão, que 
continha o catalizador de oxidação, sendo o carbono convertido para CO
2
, o qual era 
seguidamente detectado, através de um analisador de infravermelhos não dispersivo (“NDIR 
Non – Dispersive Infrared Gas Analyzer”). O analisador emitia um sinal analógico que 
gerava uma variação, sendo a área sob a curva, calculada por um processador de dados, 
proporcional à concentração em carbono total da amostra. 
Na determinação do carbono inorgânico, a amostra foi misturada com um reagente 
inorgânico (ácido fosfórico), sendo o carbono inorgânico decomposto e transformado em 
CO
2
, o qual era detectado através do “NDIR”, como referido. 
 
4.2.2. Carência Química de Oxigénio (CQO) 
A determinação da CQO na fracção solúvel das amostras, foi efectuada pelo método 
colorimétrico de refluxo fechado. 
A amostra foi mantida em refluxo a aproximadamente 150ºC durante duas horas, em tubos 
de digestão fechados, numa mistura de ácido sulfúrico com nitrato de prata, à qual se 
adicionou dicromato de potássio em excesso. Para a digestão utilizou-se um aparelho marca 
“Vittadini Record/19”. Depois da digestão determinou-se o oxigénio consumido na oxidação 
da matéria orgânica da amostra, por espectrofotometria a 620nm, através de um aparelho 
marca “Hach DR/2000” (EUA). Os valores de absorvância registados foram então 
convertidos em CQO, através de uma curva de calibração CQO = f(Absorvância) 
 
4.2.3. Sólidos Suspensos Totais (SST), Sólidos Suspensos Voláteis (SSV) 
Para a análise dos SST e SSV foram utilizados filtros de papel “Whatman” GF/C (EUA) de 
47mm de diâmetro. Os SST foram determinados filtrando a amostra e secando o resíduo 
retido no filtro, tarado a 103-105ºC até peso constante, correspondendo o aumento de peso 
no filtro aos SST presentes no volume de amostra filtrado. Os SSV foram determinados por 
incineração, a 500 ± 50ºC, do papel de filtro usado para determinar os SST. 
 
47 
4.2.4. pH 
O pH foi determinado pelo método potenciométrico, utilizando um aparelho marca “Orion” 
(EUA), modelo SA 720.  
 
4.2.5. Oxigénio dissolvido 
O Oxigénio dissolvido foi determinado através de um eléctrodo de oxigénio marca “Orion” 
(EUA), modelo 97-08. 
 
4.2.6. Capacidade eléctrica 
O método de medição da capacidade eléctrica baseou-se na aplicação de uma diferença de 
potencial entre duas placas paralelas separadas por um material não condutor. A 
quantidade de carga em cada placa depende: (1) da diferença de potencial aplicada, (2) da 
separação de cargas que ocorre no interior do material entre eléctrodos e (3) de factores 
geométricos, tais como a área das placas, e da distância entre elas. A razão entre a tensão 
aplicada e a carga em cada uma das placas denomina-se capacidade eléctrica da camada 
isolante (Fraden, 1995).  
A capacidade eléctrica (C) medida entre duas placas paralelas à distância d e com 
superfície A (área das placas), é dada por, 
 
€ 
C =εε
o
A
d
     (eq. 21) 
 
sendo ε
o
 a permitividade do vazio (isto é 8,854x10
12
 F/m) e ε a constante dieléctrica do meio 
(F/m).  
Na Figura 9 mostra-se, esquematicamente, o princípio de determinação da capacidade 
eléctrica. 
 
 
 
 
 
 
48 
 
 
 
 
 
 
Figura 9 – Esquema do dispositivo construído para medição da capacidade eléctrica 
 
Na Figura 10 mostra-se a instalação construída para a medição e registo da capacidade 
eléctrica. 
 
Figura 10 – Medição e registo da capacidade eléctrica e da espessura do biofilme. (A – Micrómetro; B – Medidor 
registador de capacidade eléctrica) 
 
4.2.7. Microscopia electrónica 
A textura, e outras características, do biofilme foram observadas através de microscopia 
electrónica, utilizando um microscópio “Jeol” (Japão) T330A com uma acelerating voltage de 
20 KVA. 
As amostras de biofilme foram previamente revestidas a ouro e secas num evaporador 
“Poleron Equipment KDT”, durante dois minutos a 15000 A, formando uma película 
metalizada, que foi posteriormente cortada para subsequente observação.  
 
B 
Ponte RLC Quad Tech 7600 
Eléctrodos de medição 
Eléctrodos de blindagem 
Meio líquido (substrato) 
Disco com Biofilme 
 
49 
4.3. Modo Operatório 
Procedimento de base, comum a todas as fases 
Para cada um dos ensaios, a exploração da instalação piloto utilizada para obtenção de 
biofilmes de espessura controlada incluiu as seguintes operações: 
 
→ preparação da solução de alimentação para os reservatórios de 
armazenamento, através de: diluição de leite em pó com água e verificação e, ou 
acerto de pH. Esta operação, foi realizada diariamente e a solução mantida a 
4ºC; 
→ verificação e controlo diários da temperatura do tanque de alimentação e da sala 
onde decorreram os ensaios; 
→ calibração dos débitos das bombas peristálticas, através de proveta graduada e 
cronómetro. Esta operação foi realizada diariamente; 
→ recolha de amostras da fase líquida de cada um dos reactores em ensaio 
(mínimo duas por dia); 
→ pré-tratamento e preservação das amostras recolhidas, incluindo filtração; 
adição de ácido sulfúrico concentrado, até pH = 4, e conservação em frigorífico a 
≈ 4ºC; 
→ determinação da CQO e do DOC dos SST e dos SSV das amostras recolhidas 
diariamente; 
→ determinação diária do pH e do oxigénio dissolvido na fase líquida dos reactores; 
→ determinação e registo “on line” em suporte informático da capacidade eléctrica. 
O ensaio considerou-se terminado logo que se observou o desprendimento do filme 
biológico fixado sobre os discos (ensaios contínuos). Nas restantes experiências os ensaios 
foram terminados quando a taxa de degradação do substrato estabilizava 
(aproximadamente 10 dias). 
Após cada ensaio procedeu-se à manutenção de todo o material e equipamento, 
nomeadamente: 
- lavagem com água de todo o sistema, isto é, dos reservatórios de 
armazenamento da solução de alimentação, das tubagens e dos reactores, 
efectuando-se previamente a raspagem do biofilme.  
 
50 
De modo a ter biofilmes com idade constante durante os ensaios incorporou-se um 
procedimento paralelo que permitiu desenvolver biofilmes com as características 
pretendidas.  
Sendo o biofilme uma estrutura frágil, optou-se por transferir conteúdos do reactor 
(transferência do reactor em análise para o reactor com o biofilme de idade pretendida) e 
não o suporte com o biofilme, conforme se mostra nas Figuras 11, 12 e 13 e nos Quadros 1 
e 2 do Anexo 1. 
 
FASE 0 
Ensaios de degradação de um substrato orgânico num regime de crescimento da 
biomassa contínuo e não controlado (Ensaios Contínuos) 
 
Ensaios Contínuos 1 e 2 
Nestes ensaios foi utilizada uma solução de alimentação com concentrações de CQO de 
500 mgO
2
/l e 1000 mgO
2
/l. Foram realizadas experiências onde se analisou a taxa de 
degradação do substrato com um biofilme de espessura (e idade) crescente. O 
procedimento utilizado pretendeu simular a exploração deste tipo de sistemas nas estações 
de tratamento de águas residuais e obter informação para comparar as taxas de degradação 
registadas, do mesmo substrato, com as dos ensaios realizados durante as Fases 2 e 3. 
Ensaios de verificação da eventual existência de adsorção do substrato ao meio de 
suporte 
Para o ensaio de verificação de eventuais processos de adsorção ao meio de suporte 
construiu-se um dispositivo experimental conforme se mostrou no ponto 4.1.2.4. que 
permitiu isolar o reactor e o ambiente envolvente, através de uma tampa e de um fluxo de 
azoto (para que a pressão dentro do reactor não permitisse a entrada de ar e, 
consequentemente, de oxigénio). Estes ensaios foram realizados para as duas 
concentrações de solução de alimentação anteriormente referidas, isto é, concentrações de 
CQO de 500 mgO
2
/l e 1000 mgO
2
/l, de modo a poder controlar as condições de ensaio 
utilizadas durante as Fases 2 e 3. 
Com efeito, o fenómeno de adsorção ao meio de suporte poderia falsear resultados tidos 
como de degradação do substrato, uma vez que a concentração à saída do reactor 
diminuiria, fazendo pressupor uma degradação que não teria ocorrido. Desta forma, foram 
analisadas as concentrações do efluente à saída do reactor ao longo do tempo, observando 
procedimentos específicos, nomeadamente: 
 
51 
- Solução de alimentação autoclavada, de forma a eliminar microrganismos 
presentes, potenciadores de crescimento biológico no suporte; 
- Reactor estanque e meio de suporte previamente esterilizado; 
- Aplicação de um fluxo de azoto na atmosfera confinada do reactor, de forma a 
manter uma pressão positiva, para evitar a entrada de ar e, consequentemente, 
de oxigénio potenciador de crescimento biológico no meio de suporte. 
 
FASE 1 
Ensaios de calibração e correlação entre a espessura do biofilme e a correspondente 
capacidade eléctrica 
Foram realizados vários ensaios onde se analisou a correlação entre os valores da 
espessura do biofilme e da respectiva capacidade eléctrica. Estes ensaios permitiram o 
desenvolvimento de um método indirecto, “on-line” e não destrutivo da espessura do 
biofilme. Para a realização destes ensaios foi construído um dispositivo próprio conforme se 
descreveu no ponto 4.1.2.3.  
Foram ainda realizados ensaios de calibração da frequência de medição da capacidade 
eléctrica, nomeadamente medições a 1 kHz, 10 kHz e 100 kHz com o objectivo de procurar 
identificar qual a frequência mais adequada para a realização desta medição.  
A solução de alimentação utilizada nestes ensaios foi de 500 mgO
2
/l – CQO. 
 
FASE 2 
Foram realizados seis ensaios, utilizando uma concentração de substrato na alimentação do 
reactor aproximadamente constante (500 mgO
2
/l – CQO) e seis intervalos diferentes de 
idade de biofilme. 
Esta fase experimental teve por objectivo determinar um conjunto de situações de 
funcionamento dos reactores em regime contínuo mantendo constante no tempo (para cada 
ensaio) a idade do biofilme. Esta fase teve ainda como objectivo a determinação das taxas 
de degradação de um substrato orgânico para diferentes idades de biofilme.  
 
FASE 3  
Foram realizados seis ensaios, utilizando uma concentração de substrato na alimentação do 
reactor aproximadamente constante (1000 mgO
2
/l – CQO) e seis intervalos diferentes de 
idade de biofilme. 
 
52 
Esta fase experimental teve por objectivo determinar um conjunto de situações de 
funcionamento dos reactores em regime contínuo mantendo constante no tempo (para cada 
ensaio) a idade do biofilme. Esta fase teve ainda como objectivos a determinação das taxas 
de degradação de um substrato orgânico para diferentes idades de biofilme e verificar a 
influência para aquelas taxas da variação da concentração de alimentação dos reactores. 
Com os diagramas das Figuras 11, 12 e 13 exemplifica-se o modo operatório para obtenção 
de biofilmes com idades compreendidas entre 0,5 e 1 dia, 3 e 4 dias e 5 e 6 dias. 
 
Figura 11 - Exemplificação do modo operatório para obtenção de biofilmes com idades compreendidas 
entre 0,5 e 1 dia 
 
 
Figura 12 - Exemplificação do modo operatório para obtenção de biofilmes com idades compreendidas 
entre 3 e 4 dias 
 
(d) 
(d) 
 
53 
 
 
Figura 13 - Exemplificação do modo operatório para obtenção de biofilmes com idades compreendidas 
entre 5 e 6 dias 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
(d) 
 
54 
 
 
55 
5. Resultados 
5.1. Introdução 
Em cada experiência considerou-se atingida a situação de eficiência próxima do regime 
estacionário (*) no período em que se verificava a estabilização dos valores da concentração 
do substrato da fase líquida, como se exemplifica na Figura 14. 
 
 
Figura 14 – Exemplo da evolução da concentração de substrato num reactor 
 
Para facilidade de análise dos resultados, nos Quadros 6 e 7 reproduzem-se as principais 
condições das fases experimentais e a notação utilizada nos diferentes ensaios. 
Quadro 6 – Principais Condições das Fases Experimentais 
Fase Experimental 
Caudal 
(l/h) S0 (mgO2/l) – CQO 
0 0,5 500 e 1000 
1 0,5 500 
2 0,5 500 
3 0,5 1000 
 
Quadro 7 – Notação utilizada nos diferentes ensaios 
Idade do biofilme Notação 
Idade entre 0,5 e 1 (dias) Id 0,5 a 1 
Idade entre 1 e 2 (dias) Id 1 a 2 
Idade entre 2 e 3 (dias) Id 2 a 3 
Idade entre 3 e 4 (dias) Id 3 a 4 
Idade entre 4 e 5 (dias) Id 4 a 5 
Idade entre 5 e 6 (dias) Id 5 a 6 
Média diária md 
 
 
 
 
 
 
0 
50 
100 
150 
200 
250 
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 
DOC (mgC/l) 
Tempo de ensaio (d) 
DOC Valores médios diários - S
0
=500 mgO
2
/l 
0.5 a 1 1 a 2 2 a 3 3 a 4 4 a 5 5 e 6 
(*) 
Id 
 
56 
5.2. Resultados da Fase 0 
Nos Quadros 8 e 9 indicam-se os resultados obtidos durante os ensaios de crescimento 
contínuo de biofilme para as duas concentrações da solução de alimentação utilizadas (500 
e 1000mgO
2
/l – CQO), calculando-se a variação dos fluxos mássicos, quantidade de 
substrato degradado por unidade de área, ou de volume, de biofilme na unidade de tempo. 
Os fluxos mássicos, por unidade de área e por unidade de volume, foram calculados através 
das seguintes expressões, respectivamente: 
Fluxo mássico 
área
 = Q (S
0
-S
1
)/A 
Fluxo mássico 
volume
 = Q (S
0
-S
1
)/V 
Sendo: Q – Caudal (m
3
/h); A – Área de biofilme (m
2
) ; V – Volume de biofilme (m
3
). O 
volume de biofilme foi calculado multiplicando a área de biofilme pela respectiva espessura, 
considerada constante e igual à espessura da maior das idades de biofilme para cada 
intervalo analisado. 
Quadro 8 – Ensaio Contínuo – S
0
 = 500mgO
2
/l – CQO 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 230 502 
 
0,00 0,03 
 
1,52 159,34 
2 214 431 
 
0,09 0,43 
 
198,33 944,78 
3 187 336 
 
0,24 0,95 
 
398,35 1584,95 
4 174 250 
 
0,31 1,43 
 
342,01 1584,69 
5 170 193 
 
0,33 1,74 
 
277,23 1449,40 
6 166 173 
 
0,35 1,85 
 
159,88 841,70 
7 161 151 
 
0,38 1,97 
 
173,32 896,46 
8 142 128 
 
0,48 2,10 
 
220,04 953,98 
9 111 114 
 
0,66 2,18 
 
298,54 989,40 
10 107 110 
 
0,68 2,20 
 
309,97 998,57 
 
Quadro 9 – Ensaio Contínuo – S
0
 = 1000mgO
2
/l – CQO 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 496 903 
 
0,08 0,54 
 
395,82 2693,94 
2 391 578 
 
0,66 2,33 
 
1318,55 4669,39 
3 247 432 
 
1,45 3,14 
 
1612,12 3494,20 
4 171 313 
 
1,87 3,80 
 
1702,58 3456,23 
5 157 270 
 
1,95 4,04 
 
886,83 1834,49 
6 136 245 
 
2,07 4,18 
 
516,70 1044,48 
7 126 221 
 
2,12 4,31 
 
530,31 1077,22 
8 124 197 
 
2,13 4,44 
 
532,93 1110,58 
9 124 183 
 
2,13 4,52 
 
533,21 1129,51 
10 124 180 
 
2,13 4,54 
 
533,49 1134,28 
 
 
 
 
57 
Nas Figuras 15 e 16 mostra-se a variação da concentração de CQO do substrato no reactor, 
e nas Figuras 17 e 18 os resultados expressos em DOC, obtidos nos ensaios contínuos para 
concentrações de substrato de 500mgO
2
/l – CQO e 1000mgO
2
/l – CQO, respectivamente.  
 
  
Figura 15 - Ensaio Contínuo com S
0
 de 500mgO
2
/l 
– CQO. Valores registados em CQO 
Figura 16 - Ensaio Contínuo com S
0
 de 1000mgO
2
/l – 
CQO. Valores registados em CQO 
 
  
Figura 17 – Ensaio continuo com S
0
 de 500mgO
2
/l – 
CQO. Valores registados em DOC 
Figura 18 - Ensaio continuo com S
0
 de 1000mgO
2
/l – 
CQO. Valores registados em DOC 
 
Durante a Fase 0 foram realizados ensaios de verificação de eventuais processos de 
adsorção ao meio de suporte, tendo-se obtido os resultados apresentados nos Quadros 10 e 
11 (alimentação a 500mg/l - CQO e a 1000mg/l – CQO). As medições foram efectuadas 
analisando o carbono total (CT) e carbono inorgânico (CI). 
Os valores de CT das soluções de alimentação para uma concentração de 500mg/l – CQO e 
de 1000mg/l – CQO foram de 236 mgC/l e 517 mgC/l, respectivamente. Os valores de CI 
foram de 1,09 mg C/l e 1,06 mg C/l para as referidas concentrações de alimentação. 
 
 
0 
100 
200 
300 
400 
500 
600 
!" #" $" %" &" ’" (" )" *" +" #!"
CQO (mg O
2
/l) 
Tempo de ensaio (d) 
Valores registados Média diária 
0 
200 
400 
600 
800 
1000 
1200 
!" #" $" %" &" ’" (" )" *" +" #!"
CQO (mg O
2
/l) 
Tempo de ensaio (d) 
Valores Registados Média diária 
0 
50 
100 
150 
200 
250 
!" #" $" %" &" ’" (" )" *" +" #!"
DOC  (mg C/l) 
Tempo de ensaio (d) 
Valores registados Média diária 
0 
100 
200 
300 
400 
500 
600 
!" #" $" %" &" ’" (" )" *" +" #!"
DOC  (mg C/l) 
Tempo de ensaio (d) 
Valores Registados Média diária 
 
58 
Quadro 10 – Resultados do ensaio de verificação da existência de adsorção ao meio 
de suporte – Concentração da solução de alimentação de 500mgO
2
/l – CQO 
Tempo de Ensaio (min) CT (mgC/l) CI (mgC/l) 
234 0,99 
0 
238 1,20 
232 0,95 15 
234 1,14 
235 1,20 30 
236 0,94 
235 1,34 45 
233 0,98 
235 1,23 60 
233 0,86 
235 1,04 120 
236 1.12 
234 1,16 180 
237 1,16 
235 1,21 240 
238 1,20 
237 1,23 300 
238 1,20 
237 1,10 360 
236 1,18 
 
Quadro 11 – Resultados do ensaio de verificação da existência de adsorção ao meio 
de suporte – Concentração da solução de alimentação de 1000mg O
2
/l –CQO 
Tempo de Ensaio (min) CT (mgC/l) CI (mgC/l) 
516 0,90 
0 
518 1,22 
517 1,05 15 
518 1,12 
516 1,29 30 
517 0,95 
515 1,30 45 
518 0,99 
517 1,23 60 
515 1,36 
516 1,01 120 
517 1.00 
517 1,11 180 
518 0,90 
516 1,21 240 
516 1,23 
518 0,90 300 
517 1,20 
516 0,91 360 
517 1,22 
 
 
 
59 
Nas Figuras 19 e 20 mostram-se os valores médios de carbono total (CT) registados no 
reactor, para as duas concentrações de alimentação utilizadas. 
 
 
Figura 19 - Valores médios de CT no reactor. 
 
 
Figura 20 - Valores médios de CI no reactor 
 
Apesar das ligeiras variações detectadas nos valores de CI, os resultados obtidos para 
qualquer das concentrações utilizadas mostram que a adsorção de substrato ao meio de 
suporte terá sido muito pouco significativa, o que deverá permitir validar os resultados 
obtidos para idades de biofilme entre 0,5 e 1 dia, confirmando que a redução de substrato 
no reactor que foi observada deverá efectivamente resultar de degradação biológica. 
 
0 
100 
200 
300 
400 
500 
600 
0 50 100 150 200 250 300 350 400 
CT
 (mgC/l) 
Tempo de ensaio (min) 
S0=500mgO2/l - CQO S0=1000mg02/l -CQO 
0 
0,5 
1 
1,5 
0 50 100 150 200 250 300 350 400 
CI (mgC/l) 
Tempo de ensaio (min) 
S0=500mgO2/l - CQO S0=1000mgO2/l -CQO 
 
60 
5.3. Resultados da Fase 1 
No Quadro 12 e na Figura 21 mostram-se os resultados que relacionam a espessura do 
biofilme (mm) e os valores de capacidade eléctrica (pF) para as frequências estudadas. 
Quadro 12 – Espessura do biofilme e capacidade eléctrica a diferentes frequências 
Capacidade eléctrica (pF)  
Espessura 
(mm) 
Frequência (1 KHz) Frequência (10 KHz) Frequência (100 KHz) 
0,0 3,674 3,934 4,338 
0,0 3,673 3,933 4,338 
0,2 3,660 3,920 4,328 
0,4 3,590 3,900 4,264 
0,4 3,588 3,900 4,167 
0,5 3,547 3,879 4,160 
0,5 3,520 3,860 4,148 
0,6 3,510 3,851 4,140 
0,7 3,493 3,818 4,088 
0,7 3,488 3,821 4,078 
0,9 3,478 3,787 4,058 
1,4 3,430 3,790 4,053 
1,4 3,420 3,719 4,040 
1,5 3,399 3,739 4,035 
1,6 3,353 3,659 4,020 
1,7 3,335 3,647 4,016 
1,8 3,310 3,606 3,999 
1,8 3,307 3,583 3,986 
2,0 3,192 3,438 3,850 
2,1 3,166 3,438 3,843 
 
 
Figura 21 – Evolução da capacidade eléctrica do biofilme a diferentes frequências 
 
 
 
3,0
3,2
3,4
3,6
3,8
4,0
4,2
4,4
0 0,5 1 1,5 2 2,5
Espessura do biofilme (mm)
Capacidade eléctrica (pF)
1KHz 10 KHz 100KHz
Frequência 
 
61 
 
Na Figura 22, indicam-se os resultados obtidos da variação no tempo da capacidade 
eléctrica (pF), para uma frequência de 1kHz, com a espessura do biofilme (mm). 
 
 
Figura 22 – Variação da capacidade eléctrica com a espessura do biofilme. 
 
Para o estudo das características dos biofilmes foram desenvolvidos inúmeros métodos de 
análise, qualitativos e quantitativos, muitos dos quais invasivos e implicando a remoção do 
biofilme do suporte para permitir a determinação da respectiva espessura, da biomassa 
total, da actividade e da composição microbiológica. Para além disso, esses métodos 
requerem grandes quantidades de biofilme para que a amostra seja representativa 
(Gjaltema e Griebe, 1995). 
Por outro lado, existem vários métodos “on-line” que, embora sendo não invasivos, têm 
algumas limitações, decorrentes de não serem aplicados nos reactores onde se encontram 
os biofilmes, o que os torna, por vezes, incompatíveis com algumas aplicações (Gjaltema e 
Griebe, 1995). 
Apesar da espessura do biofilme constituir um dos parâmetros determinantes da eficiência 
de reactores de biomassa fixa (Gibbs e Bishop, 1995), como os discos biológicos ou os 
leitos percoladores, o seu controlo não é normalmente efectuado, quer devido a dificuldades 
inerentes à sua materialização, quer porque é assumido que a espessura se autocontrola 
naturalmente.  
3,1 
3,2 
3,3 
3,4 
3,5 
3,6 
3,7 
0 
0,5 
1 
1,5 
2 
2,5 
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 5 5,5 6 6,5 7 7,5 8 
Capacidade (pF) Espessura (mm) 
Tempo (d) 
Espessura (mm) Capacidade 
 
62 
Verificou-se que, e como era de esperar, a espessura do biofilme aumentou ao longo do 
tempo, devido ao crescimento da biomassa, tendo este crescimento sido mais acentuado 
entre o 4,5º e 6º dias de ensaio, o que foi acompanhado por uma redução da a capacidade 
eléctrica. 
 
Na Figura 23, mostra-se que é significativa a correlação entre a capacidade eléctrica (pF) e 
a espessura do biofilme (mm), a uma frequência de 1kHz, o que indicia o potencial de 
aplicação do método desenvolvido. De facto, com a regressão linear aplicada àqueles dados 
obteve-se um coeficiente de correlação de 0,9495. Dos valores da regressão concluiu-se 
também, que a sensibilidade deste tipo de medição foi de -0,2065 pF/mm, sendo negativa 
devido ao facto da capacidade diminuir quando a espessura aumenta.  
Contudo, para que as medições sejam representativas, há que ter em consideração dois 
aspectos: (i) a precisão do instrumento de medição, isto é, a ponte de RLC deve permitir 
obter centésimas de picofarads e (ii) eliminação, quanto possível, de todas as fontes de 
ruído que possam afectar a medição. Em relação ao primeiro aspecto verificou-se que a 
ponte RLC da “QuadTech” utilizada permitiu efectuar medidas de capacidade com o grau de 
precisão adequado, isto é ao nível das centésimas de picofarads. Em relação ao segundo 
aspecto foram recolhidas cerca de 500 medições (num período relativamente curto, cerca de 
10 minutos), com as quais foi calculada a respectiva média, valor que se assumiu como 
sendo da capacidade eléctrica real, sendo dessa forma atenuado o efeito negativo de 
eventuais fontes de ruído presentes. 
 
 
Figura 23 – Correlação entre a espessura e a capacidade eléctrica do biofilme 
 
 
y = -0,2065x + 3,6651 
R² = 0,94955 
3,1 
3,2 
3,3 
3,4 
3,5 
3,6 
3,7 
3,8 
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6 1,8 2 
Capacidade (pF) 
Espessura (mm) 
 
63 
Contrariamente ao que seria de esperar, a capacidade eléctrica não variou directamente 
com o aumento da espessura de biofilme. Na verdade, e pela expressão numérica da 
capacidade eléctrica, verifica-se que a capacidade de um determinado meio é proporcional à 
sua constante dieléctrica. Como em geral todos os meios sólidos têm uma permitividade 
superior à de um gás e, no caso presente, o crescimento do biofilme corresponde 
efectivamente à substituição de um meio gasoso (i.e. o ar) por um meio sólido(ou líquido) 
seria de esperar, um aumento da capacidade eléctrica com o aumento da espessura do 
biofilme (Maurício et. al., 2006). 
Efectuaram-se duas outras experiências com os objectivos de (i) compreensão da 
diminuição da capacidade eléctrica com o aumento da espessura do biofilme e (ii) verificar 
se haveria, eventualmente, uma outra frequência de medição da capacidade eléctrica que 
fosse mais adequada do que a de 1 kHz, conforme se mostrou no Quadro 12 e na Figura 
21. Concluiu-se que o comportamento dos valores de capacidade eléctrica para estas três 
frequências testadas não era substancialmente diferente. Por outro lado, constatou-se que a 
diminuição da capacidade eléctrica com o aumento da espessura do biofilme também se 
verifica a diferentes frequências (1 kHz,10 kHz e 100 kHz). No entanto, a melhor correlação 
foi obtida com a frequência de 1 kHz (Maurício et. al., 2006). 
Uma possível explicação para a diminuição da capacidade eléctrica com o aumento da 
espessura do biofilme, tendo em conta as propriedades do meio aquoso, poderá basear- 
-se no seguinte mecanismo. Quando, no início, não existe biofilme e, essencialmente, 
apenas ar, o campo eléctrico está mais ou menos uniformemente distribuído no espaço 
inter-eléctrodos. No entanto, quando o biofilme começa a crescer e a desenvolver-se, e 
devido às propriedades do meio que tem uma concentração iónica elevada, o campo 
eléctrico deixa de se distribuir uniformemente pelo espaço para se concentrar 
essencialmente na polarização das espécies iónicas num efeito denominado de blindagem.  
Este efeito é tanto maior quanto maior for o número de espécies iónicas e a espessura do 
biofilme levando à diminuição do valor da capacidade eléctrica (Maurício et. al., 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
64 
5.4. Resultados da Fase 2 
Apresentação de resultados 
Nos Quadros 13 a 18 indicam-se os resultados obtidos durante a Fase 2 de ensaios, bem 
como os fluxos mássicos por unidade de área e de volume do biofilme.  
Todos os valores registados são indicados no Anexo 2. 
 
Quadro 13 – Fase 2 – Id 0,5 a 1 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 
227 494 
 
0,00 0,02 
 
1,38 99,01 
2 
184 383 
 
0,07 0,37 
 
341,24 1855,89 
3 
105 199 
 
0,65 1,39 
 
3254,94 6944,61 
4 
102 152 
 
0,68 1,97 
 
3406,91 9868,90 
5 
92 147 
 
0,74 1,96 
 
3710,44 9792,91 
6 
85 120 
 
0,78 2,07 
 
3916,57 10373,16 
7 
78 110 
 
0,85 2,19 
 
4257,39 10960,32 
8 
79 87 
 
0,88 2,30 
 
4388,09 11478,41 
9 
77 82 
 
0,81 2,35 
 
4072,82 11731,69 
10 
77 82 
 
0,85 2,35 
 
4264,72 11766,23 
Quadro 14 – Fase 2 – Id 1 a 2 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 221 469 
 
0,05 0,21 
 
109,91 473,84 
2 215 293 
 
0,08 1,18 
 
186,66 2633,14 
3 195 262 
 
0,19 1,36 
 
429,82 3022,02 
4 169 221 
 
0,34 1,59 
 
752,18 3526,54 
5 135 180 
 
0,52 1,81 
 
1166,03 4028,51 
6 116 178 
 
0,63 1,83 
 
1399,36 4055,63 
7 105 127 
 
0,69 2,10 
 
1536,16 4676,30 
8 98 117 
 
0,73 2,16 
 
1627,16 4802,69 
9 98 115 
 
0,73 2,17 
 
1619,18 4829,81 
10 105 108 
 
0,69 2,21 
 
1539,36 4910,14 
Quadro 15 – Fase 2 – Id 2 a 3 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 220 446 
 
0,06 0,34 
 
92,10 570,27 
2 198 302 
 
0,18 1,14 
 
291,97 1892,73 
3 181 259 
 
0,27 1,38 
 
449,00 2291,84 
4 169 171 
 
0,34 1,86 
 
565,52 3105,42 
5 138 169 
 
0,51 1,87 
 
845,05 3120,78 
6 115 171 
 
0,64 1,86 
 
1063,80 3105,42 
7 109 162 
 
0,67 1,91 
 
1114,73 3182,18 
8 94 117 
 
0,75 2,16 
 
1254,22 3604,32 
9 101 97 
 
0,71 2,27 
 
1187,86 3780,85 
10 104 99 
 
0,69 2,26 
 
1156,73 3765,50 
 
65 
Quadro 16 – Fase 2 – Id 3 a 4 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 204 401 
 
0,15 0,59 
 
161,18 655,73 
2 170 276 
 
0,33 1,28 
 
366,88 1421,46 
3 161 241 
 
0,38 1,48 
 
423,37 1641,49 
4 123 172 
 
0,59 1,86 
 
657,19 2064,40 
5 102 135 
 
0,71 2,06 
 
788,84 2290,31 
6 100 125 
 
0,72 2,12 
 
801,18 2351,71 
7 105 117 
 
0,69 2,16 
 
767,53 2397,00 
8 95 109 
 
0,75 2,20 
 
829,98 2447,40 
9 92 115 
 
0,76 2,17 
 
845,42 2411,58 
10 98 82 
 
0,73 2,36 
 
813,46 2617,79 
Quadro 17 – Fase 2 – Id 4 a 5 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 175 340 
 
0,31 0,93 
 
255,13 772,52 
2 80 261 
 
0,83 1,37 
 
693,29 1137,67 
3 82 106 
 
0,82 2,22 
 
683,34 1849,55 
4 86 101 
 
0,80 2,25 
 
664,55 1874,50 
5 86 103 
 
0,80 2,24 
 
663,77 1866,25 
6 86 79 
 
0,79 2,37 
 
661,95 1974,28 
7 85 72 
 
0,80 2,41 
 
669,98 2005,55 
8 81 78 
 
0,83 2,37 
 
688,68 1977,54 
9 83 78 
 
0,82 2,38 
 
679,47 1979,46 
10 83 78 
 
0,81 2,37 
 
676,55 1978,12 
Quadro 18 – Fase 2 – Id 5 a 6 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 146 405 
 
0,39 0,57 
 
179,20 258,10 
2 79 178 
 
0,83 1,82 
 
378,95 828,09 
3 78 188 
 
0,84 1,77 
 
380,84 804,44 
4 82 155 
 
0,82 1,95 
 
371,78 885,45 
5 79 124 
 
0,83 2,12 
 
378,90 964,26 
6 78 100 
 
0,84 2,25 
 
381,62 1023,61 
7 78 77 
 
0,84 2,38 
 
381,30 1083,26 
8 79 77 
 
0,84 2,38 
 
380,22 1081,17 
9 79 76 
 
0,83 2,39 
 
379,15 1084,31 
10 79 77 
 
0,84 2,38 
 
379,84 1082,22 
 
 
 
 
 
 
 
 
66 
Nas Figuras 24 a 47 mostram-se os valores de DOC, CQO, SST e SSV registados e os 
valores médios diários obtidos durante a Fase 2 de ensaios 
.
 
  
Figura 24 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 2 
Figura 25 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 2 
 
  
Figura 26 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 2 
Figura 27 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 2 
 
  
Figura 28 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 2 
Figura 29 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 5 a 6. Fase 2 
 
67 
 
 
Figura 30 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 2 
Figura 31 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 2 
 
 
 
Figura 32 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 2 
Figura 33 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 2 
 
 
  
Figura 34 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 2 
Figura 35 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 5 a 6. Fase 2 
 
 
68 
  
Figura 36 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 2 
Figura 37 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 2 
 
 
 
Figura 38 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 2 
Figura 39 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 2 
 
  
Figura 40 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 2 
Figura 41 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 5 a 6. Fase 2 
 
 
 
69 
  
Figura 42 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 2 
Figura 43 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 2 
 
 
 
Figura 44 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 2 
Figura 45 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 2 
 
 
 
Figura 46 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 2 
Figura 47 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 5 a 6 Fase 2 
 
70 
5.5. Resultados da Fase 3 
Apresentação de resultados 
Nos Quadros 19 a 24 indicam-se os resultados obtidos durante a Fase 3, bem como os 
fluxos mássicos por unidade de área e de volume do biofilme.  
Todos os valores registados são indicados no Anexos 3. 
 
Quadro 19 – Fase 3 – Id 0,5 a 1 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 
382 764 
 
0,08 0,54 
 
395,12 2694,03 
2 
166 457 
 
1,81 2,86 
 
9040,75 14322,10 
3 
146 424 
 
2,01 3,11 
 
10027,18 15565,50 
4 
144 373 
 
2,02 3,34 
 
10091,69 16716,80 
5 
142 309 
 
2,03 3,72 
 
10139,77 18604,92 
6 
138 262 
 
2,05 4,01 
 
10243,39 20055,55 
7 
136 221 
 
2,06 4,21 
 
10318,55 21045,66 
8 
132 172 
 
2,08 4,49 
 
10385,00 22473,27 
9 
126 163 
 
2,11 4,60 
 
10541,53 23002,86 
10 
126 163 
 
2,12 4,67 
 
10623,04 23348,25 
 
Quadro 20 – Fase 3 – Id 1 a 2 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 446 801 
 
0,35 1,11 
 
709,01 2210,49 
2 255 467 
 
1,41 2,95 
 
2820,58 5894,63 
3 176 340 
 
1,85 3,65 
 
3696,48 7303,81 
4 166 241 
 
1,90 4,20 
 
3801,48 8399,84 
5 150 270 
 
1,99 4,04 
 
3975,01 8077,48 
6 138 221 
 
2,06 4,31 
 
4114,27 8620,89 
7 129 189 
 
2,11 4,49 
 
4211,53 8970,89 
8 128 174 
 
2,11 4,57 
 
4220,37 9136,67 
9 129 172 
 
2,11 4,58 
 
4216,50 9164,30 
10 128 172 
 
2,11 4,58 
 
4220,37 9155,09 
 
Quadro 21 – Fase 3 – Id 2 a 3 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 435 821 
 
0,41 0,99 
 
460,52 1105,24 
2 193 564 
 
1,75 2,41 
 
1946,46 2681,24 
3 169 474 
 
1,89 2,91 
 
2095,66 3233,86 
4 159 372 
 
1,94 3,48 
 
2155,22 3863,23 
5 135 232 
 
2,07 4,25 
 
2301,67 4722,87 
6 128 183 
 
2,11 4,52 
 
2345,88 5019,64 
7 127 171 
 
2,12 4,59 
 
2351,40 5096,40 
8 128 172 
 
2,11 4,58 
 
2346,18 5086,16 
9 127 171 
 
2,11 4,59 
 
2348,95 5096,40 
10 128 171 
 
2,11 4,58 
 
2345,88 5091,28 
 
71 
Quadro 22 – Fase 3 – Id 3 a 4 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 350 657 
 
0,88 1,90 
 
802,56 1729,03 
2 179 397 
 
1,83 3,33 
 
1665,65 3031,04 
3 175 262 
 
1,85 4,08 
 
1683,23 3713,45 
4 154 247 
 
1,97 4,16 
 
1786,73 3784,62 
5 142 237 
 
2,03 4,22 
 
1848,27 3839,04 
6 133 222 
 
2,08 4,31 
 
1891,82 3914,40 
7 128 213 
 
2,11 4,35 
 
1918,30 3956,27 
8 126 212 
 
2,12 4,36 
 
1928,07 3960,45 
9 126 211 
 
2,12 4,37 
 
1928,90 3968,83 
10 126 212 
 
2,12 4,36 
 
1928,95 3964,64 
 
Quadro 23 – Fase 3 – Id 4 a 5 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 352 932 
 
0,87 0,38 
 
397,64 171,65 
2 185 674 
 
1,79 1,81 
 
815,49 820,56 
3 165 437 
 
1,90 3,11 
 
865,73 1415,05 
4 154 390 
 
1,97 3,38 
 
895,50 1534,36 
5 139 332 
 
2,05 3,69 
 
931,29 1678,80 
6 134 292 
 
2,08 3,92 
 
943,73 1781,37 
7 129 240 
 
2,11 4,20 
 
958,17 1911,15 
8 127 191 
 
2,12 4,48 
 
963,45 2034,65 
9 127 177 
 
2,12 4,55 
 
961,44 2068,14 
10 127 177 
 
2,11 4,55 
 
961,18 2068,14 
 
Quadro 24 – Fase 3 – Id 5 a 6 
S
1
, md  Fluxo mássico 
área
  Fluxo mássico 
volume
 
Tempo, d 
DOC (mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
 
(gDOC/m
2
.h) (gCQO/m
2
.h) 
 
(gDOC/m
3
.h) (gCQO/m
3
.h) 
1 310 892 
 
0,89 0,60 
 
221,66 150,82 
2 183 645 
 
1,81 1,97 
 
452,27 491,60 
3 162 410 
 
1,92 3,27 
 
480,74 816,27 
4 153 357 
 
1,97 3,56 
 
493,59 888,80 
5 137 306 
 
2,06 3,84 
 
515,82 960,18 
6 132 264 
 
2,09 4,07 
 
521,74 1017,74 
7 128 239 
 
2,11 4,21 
 
528,03 1052,28 
8 126 181 
 
2,12 4,53 
 
530,86 1132,87 
9 126 177 
 
2,12 4,55 
 
530,38 1137,48 
10 126 177 
 
2,12 4,55 
 
529,96 1137,48 
 
 
72 
Nas Figuras 48 a 71 mostram-se os valores de DOC, CQO, SST e SSV registados e 
os valores médios diários obtidos durante a Fase 3 de ensaios.  
  
Figura 48 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 3 
Figura 49 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 3 
 
  
Figura 50 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 3 
Figura 51 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 3 
 
  
Figura 52 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 3 
Figura 53 – Valores de DOC registados e médios 
diários para Id 5 a 6. Fase 3 
 
73 
  
Figura 54 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 3 
Figura 55 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 3 
 
 
 
Figura 56 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 3 
Figura 57 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 3 
 
  
Figura 58 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 3 
Figura 59 – Valores de CQO registados e médios 
diários para Id 5 a 6. Fase 3 
 
 
 
 
 
74 
  
Figura 60 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 3 
Figura 61 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 3 
 
 
 
Figura 62 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 3 
Figura 63 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 3 
 
  
Figura 64 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 4 a 5. Fase 3 
Figura 65 – Valores de SST registados e médios 
diários para Id 5 a 6. Fase 3 
 
 
 
 
 
75 
  
Figura 66 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 0,5 a 1. Fase 3 
Figura 67 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 1 a 2. Fase 3 
 
  
Figura 68 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 3 
Figura 69 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 3 
 
  
Figura 70 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 2 a 3. Fase 3 
Figura 71 – Valores de SSV registados e médios 
diários para Id 3 a 4. Fase 3 
 
76 
Nas Figuras 72 a 77 mostram-se as observações da estrutura do biofilme para as várias 
idades estudadas, através de microscopia electrónica – observação a duas dimensões. 
 
 
Figura 72 – Aspecto do biofilme com Id de 0,5 a 1 dia com S
0
 = 500 mgO
2
/l – CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, 
respectivamente. 
 
 
 
Figura 73 – Aspecto do biofilme com Id de 1 a 2 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, 
respectivamente. 
 
 2000 nm 
  2000 nm 
   5 µm 
        5 µm 
 
77 
 
 
Figura 74 – Aspecto do biofilme com Id de 2 a 3 dias com S
0
 =500 mgO
2
/l – CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, 
respectivamente. 
 
 
 
Figura 75 – Aspecto do biofilme com Id de 3 e 4 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, 
respectivamente. 
 
 
 
 
   5 µm       5 µm 
    10 µm 
    10 µm 
 
78 
 
 
Figura 76 – Aspecto do biofilme com Id de 4 a 5 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, 
respectivamente. 
 
  
Figura 77 – Aspecto do biofilme com Id de 5 e 6 dias com S
0
 = 500 mgO
2
/l – CQO e S
0
 = 1000 mgO
2
/l – CQO, 
respectivamente. 
As figuras parecem indicar mostram que para a idade do biofilme menor (Id 0,5 a 1 d), 
aparentemente estão presentes poucas espécies de microrganismos e que existe ainda 
superfície do meio de suporte que não foi colonizada, pelo que, não é expectável a 
presença de fenómenos de competição e, ou predação e, consequentemente, de processos 
inibitórios. Por outro lado, é notório que à medida que a idade do biofilme aumenta a 
estrutura do biofilme altera-se, adensando-se, estando presentes diferentes formas de 
estrutura, podendo esta alteração indicar, possivelmente, a presença de diferentes espécies 
de microrganismos no biofilme e uma alternância destas, de idade para idade. 
        5 µm 
       5 µm 
     10 µm      10 µm 
 
79 
5.6. Exploração de Resultados 
Nas Figuras 78 a 85 sintetizam-se os resultados obtidos (valores médios diários) nas Fases 
2 e 3, relativos à evolução de DOC, CQO, SST e SSV. 
 
 
Figura 78 – Valores médios diários (DOC) para as 
idades  de biofilme analisadas – Fase 2 
Figura 79 – Valores médios diários (DOC) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 3  
Através dos resultados obtidos com DOC, constata-se que, na Fase 2, se atingiu o regime 
quase estacionário em todas as experiências, a partir do oitavo dia, aproximadamente, 
verificando-se que esta situação era atingida ao quinto dia nas experiências com idade do 
biofilme mais elevada (entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias) e também na experiência com a 
mais baixa idade do biofilme testada (0,5 e 1 dia). 
Relativamente à Fase 3, verificou-se que a estabilização era aproximadamente atingida a 
partir do quarto dia de ensaio em todas as experiências. Para além de atingir o período de 
estabilização num período de tempo mais curto, observou-se ainda que a evolução de 
substrato era semelhante, em todas as experiências, independentemente da idade do 
biofilme. 
  
Figura 80 – Valores médios diários (CQO) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 2 
Figura 81 – Valores médios diários (CQO) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 3  
Id 
Id 
Id Id 
 
80 
À semelhança dos resultados obtidos com DOC, os resultados de CQO permitiram constatar 
que, para a Fase 2, o ensaio atingiu o regime quase estacionário, em todas as experiências, 
a partir do oitavo dia, tendo-se verificado que esta situação era logo atingida ao sexto dia 
nas experiências com idade do biofilme mais elevada (entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias) e 
também na experiência com a mais baixa idade do biofilme testada (0,5 e 1 dia). Embora os 
resultados com DOC e com CQO conduzam a interpretações semelhantes, constatou-se 
que existiram diferenças, embora pouco significativas, nomeadamente na experiência em 
que o biofilme tinha uma idade entre 3 e 4 dias, na qual se registou um comportamento 
muito semelhante às experiências referidas anteriormente (4 - 5 dias, entre 5 - 6 dias e 0,5 - 
1 dia) nos resultados de CQO. 
Relativamente à Fase 3, verificou-se que a estabilização era aproximadamente atingida a 
partir do oitavo dia de ensaio, em todas as experiências. Para além de se observar um 
período para estabilização mais curto, relativamente ao horizonte observado (10 dias), 
constatou-se ainda que a evolução de substrato seguia, em todas as experiências um 
padrão semelhante, independentemente da idade do biofilme. Contudo, note-se que o 
regime quase estacionário observados através de DOC e CQO não foi detectado ao mesmo 
tempo, havendo um atraso temporal de cerca de quatro dias. 
Embora, para efeitos de análise dos resultados importar, fundamentalmente, os valores 
estabilizados é de admitir que a diferença detectada possa resultar de maior precisão do 
parâmetro DOC, face à natureza da sua determinação analítica. 
 
 
 
Figura 82 – Valores médios diários (SST) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 2 
Figura 83 – Valores médios diários (SST) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 3 
 
 
Id 
Id 
 
81 
Através das Figuras 82 e 83 verifica-se, para as Fases 2 e 3, que os Sólidos Suspensos 
Totais no reactor se mantiveram relativamente constantes ao longo do tempo, registando-se 
concentrações mais elevadas nas experiências em que o biofilme era mais espesso, 
aspecto facilmente explicável devido a um maior número de células presentes na 
experiência. Contudo, considera-se que aquela variação, tanto ao longo do tempo, como 
entre experiências, não parece significativa de modo a poder alterar a interpretação do 
comportamento de um reactor de biomassa fixa, ou mais concretamente do respectivo 
biofilme. 
 
 
Figura 84 – Valores médios diários (SSV) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 2 
Figura 85 – Valores médios diários (SSV) para as 
idades de biofilme analisadas – Fase 3 
 
À semelhança das figuras anteriores, verifica-se, através das Figuras 84 e 85, que tanto 
para a Fase 2 como para a Fase 3, os Sólidos Suspensos Voláteis no reactor se mantêm 
também relativamente constantes ao longo do tempo, registando-se concentrações mais 
elevadas nas experiências em que o biofilme era mais espesso. Considera-se que, face à 
baixa concentração de SSV registada na fase líquida do reactor, a degradação biológica 
verificada terá sido principalmente efectuada pela biomassa fixa ao suporte, não se tendo 
portanto valorizado a fracção da degradação biológica que, necessariamente, terá ocorrido 
no reactor resultante da biomassa em suspensão. 
Nas Figuras 86 e 87 mostra-se a variação do fluxo mássico por unidade de área de suporte 
(gC/m
2
.h e gO
2
/m
2
.h), utilizando os valores registados em DOC e CQO, respectivamente, ao 
longo do tempo de ensaio, para as idades de biofilme analisadas durante a Fase 2.  
 
Id Id 
 
82 
  
Figura 86 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para as idades de 
biofilme analisadas. - Fluxos mássicos calculados através de valores registados em 
DOC – Fase 2 
 
Como se pode verificar através da Figura 86, detectam-se dois conjuntos de idades de 
biofilme que estabilizam em patamares diferentes (embora semelhantes dentro de cada 
conjunto) para além de estabilizarem em tempos de ensaio diferentes. Para as idades de 
biofilme mais elevadas (entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias) e para a idade de biofilme menor 
(entre 0,5 e 1 dia), a estabilização ocorre mais cedo, para além do correspondente fluxo 
mássico máximo ser mais elevado ((a): entre 0,8 e 0,85 g C / m
2
.h). 
Por outro lado, para as idades de biofilme intermédias, (entre 1 e 2 dias, entre 2 e 3 dias e 
entre 3 e 4 dias) a estabilização é mais lenta e o fluxo mássico é, comparativamente, menor 
((b): entre 0,68 e 0,75 g C / m
2
.h). 
Note-se ainda, que a diferença de evolução do fluxo mássico respeitante ao ensaio contínuo 
é bastante mais lenta. 
Na Figura 87 mostram-se os resultados dos ensaios apresentados na Figura 86, mas 
expressos em valores de CQO (g O
2
/m
2
.h). 
Id 
(a) 
 
(b) 
 
 
 
) 
 
83 
 
Figura 87 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para as idades 
de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através de valores expressos 
em CQO – Fase 2. 
Através da análise da Figura 87, verifica-se que a tendência de separação em dois grupos 
se mantém, à semelhança dos resultados obtidos com DOC, embora essa separação seja 
menos nítida. No entanto, continua a verificar-se que para as idades de biofilme mais 
elevadas (entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias) e para a idade mais baixa (entre 0,5 e 1 dia) a 
estabilização também ocorre mais cedo e os fluxos mássicos são igualmente mais elevados. 
Note-se também que para a idade de biofilme entre 3 e 4 dias, no último dia de ensaio, o 
fluxo mássico atingido é semelhante ao das experiências anteriormente referidas. 
Nas Figuras 88 e 89 mostram-se os resultados obtidos, expressos em DOC e em CQO, para 
os valores de fluxo mássico por unidade de volume de biofilme ao longo do tempo de ensaio 
e para as várias idades de biofilme estudadas, durante a Fase 2. 
 
Figura 88 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de 
ensaio, para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados 
através de valores expressos em DOC (g C / m
3
.h) – Fase 2. 
Id 
Id 
 
84 
Constata-se que os valores de fluxo mássico por unidade de volume de biofilme referentes à 
idade de biofilme 0,5 - 1 dia são substancialmente superiores aos que se obtiveram para as 
restantes idades analisadas, o que deverá resultar da espessura de biofilme mais reduzida. 
Esta constatação, embora evidente, não deixa de ser interessante uma vez que com a idade 
de biofilme mais baixa se obtêm sempre os fluxos mássicos mais elevados, isto é, o seu 
valor é sempre superior aos das restantes idades em análise, tanto quando se trata de fluxo 
mássico por unidade de área, como para o fluxo mássico por unidade de volume de biofilme. 
Por outro lado, o mesmo não se verificou relativamente às idade de biofilme mais elevadas 
(4 - 5 dias e 5 - 6 dias), uma vez que os respectivos fluxos mássicos por unidade de área 
atingem os valores mais elevados (embora semelhantes ao da idade de biofilme mais baixa) 
e o mesmo já não se verifica quando se analisam os fluxos mássicos por unidade de volume 
de biofilme.  
Desta análise, observa-se, como seria de esperar, que a espessura do biofilme desempenha 
um papel fundamental na degradação de um substrato orgânico e que a idade entre 0,5 e 1 
dia é aquela onde se regista o fluxo mássico mais elevado (tanto por unidade de área como 
por unidade de volume de biofilme). 
Na Figura 89 mostram-se os mesmos ensaios da figura 88, através dos valores de CQO  
(g O
2
/m
3
.h) determinados. 
 
 
Figura 89 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de ensaio, 
para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através de 
valores expressos em CQO (g O
2
 / m
3
.h) – Fase 2 
 
Conforme se pode verificar, o comportamento é semelhante ao anteriormente descrito, isto 
é, para a Fase 2, a idade de biofilme mais baixa (entre 0,5 e 1 dia) é a que conduz a um 
fluxo mássico mais elevado, tanto por unidade de área, como por unidade de volume de 
biofilme. 
Id 
 
85 
Com as Figuras 90 e 91, apresenta-se uma análise semelhante para a Fase 3, constatando-
-se que ao contrário da Fase 2, não se observam dois conjuntos de idades de biofilme com 
estabilização em patamares diferentes, verificando-se que aquela ocorre praticamente a 
tempos de ensaio semelhantes. 
Assim, a influência da idade do biofilme no processo de degradação surge muito mais 
evidente para a concentração de substrato mais baixa, ou seja, de 500 mgO
2
/l – CQO. 
 
 
Figura 90 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para as 
idades de biofilme analisadas. - Fluxos mássicos calculados através de valores 
expressos em DOC – Fase 3. 
 
Conforme se pode verificar através da Figura 91, com os valores de concentração de 
substrato determinadas com CQO, o comportamento é semelhante ao anteriormente 
referido, respeitante aos valores de DOC. 
 
 
Figura 91 – Fluxo mássico, por unidade de área, ao longo do tempo de ensaio, para as 
idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através de 
valores expressos em CQO - Fase 3 
Id 
Id 
 
86 
Nas Figuras 92 e 93 mostram-se os resultados obtidos, com DOC e com CQO, 
respectivamente, para a variação do  fluxo mássico por unidade de volume de biofilme ao 
longo do tempo de ensaio, para as várias idades de biofilme estudadas, durante a Fase 3, 
constatando-se um comportamento semelhante ao da Fase 2, ou seja, a idade de biofilme 
0,5 – 1 dia é a que conduz ao fluxo mássico mais elevado. 
 
Figura 92 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de ensaio, 
para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através de 
valores expressos em DOC (g C / m
3
.h) – Fase 3. 
 
 
Figura 93 – Fluxo mássico, por unidade de volume de biofilme, ao longo do tempo de ensaio, 
para as idades de biofilme analisadas. – Fluxos mássicos calculados através de 
valores expressos em CQO (g O
2
 / m
3
.h) – Fase 3. 
 
Id 
Id 
Id 
 
87 
Nas Figuras 94 a 113 comparam-se os valores de fluxo mássico por unidade de área 
(gC/m
2
.h e gO
2
/m
2
.h), através dos resultados registados em DOC e em CQO 
respectivamente, para cada idade de biofilme estudada e para cada dia de ensaio durante a 
Fase 2. 
 
  
Figura 94 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 1º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 95 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 2º dia de ensaio – Fase 2 
 
 
 
 
 
Figura 96 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 3º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 97 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 4º dia de ensaio – Fase 2 
 
 
 
 
 
 Tempo de ensaio: 1 dia Tempo de ensaio: 2 dias 
 Tempo de ensaio: 3 dias Tempo de ensaio: 4 dias 
 
88 
 
  
Figura 98 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 5º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 99 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 6º dia de ensaio – Fase 2 
 
  
Figura 100 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 7º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 101 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 8º dia de ensaio – Fase 2 
 
 
 
Figura 102 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 9º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 103 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 10º dia de ensaio – Fase 2 
 Tempo de ensaio: 5 dias Tempo de ensaio: 6 dias 
 Tempo de ensaio: 7 dias Tempo de ensaio: 8 dias 
 Tempo de ensaio: 9 dias Tempo de ensaio: 10 dias 
 
89 
Nas Figuras 104 a 113 mostra-se uma análise semelhante à efectuada nas Figuras 94 a 
103, para os resultados obtidos com CQO, Fase 2. 
 
 
  
Figura 104 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 1º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 105 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 2º dia de ensaio – Fase 2 
 
 
  
Figura 106 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 3º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 107 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 4º dia de ensaio – Fase 2 
 
 
 
 
 
 
 Tempo de ensaio: 1 dia Tempo de ensaio: 2 dias 
 Tempo de ensaio: 3 dias Tempo de ensaio: 4 dias 
 
90 
 
 
 
Figura 108 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 5º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 109 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 6º dia de ensaio – Fase 2 
 
  
Figura 110 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 7º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 111 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 8º dia de ensaio – Fase 2 
 
  
Figura 112 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 9º dia de ensaio – Fase 2 
Figura 113 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 10º dia de ensaio – Fase 2 
 Tempo de ensaio: 5 dias Tempo de ensaio: 6 dias 
 Tempo de ensaio: 7 dias Tempo de ensaio: 8 dias 
 Tempo de ensaio: 9 dias Tempo de ensaio: 10 dias 
 
91 
Nas Figuras 114 a 133 mostram-se os valores de fluxo mássico por unidade de área 
(gC/m
2
.h e gO
2
/m
2
.h) obtidos com DOC e CQO, respectivamente, para cada idade de 
biofilme estudada e para cada dia de ensaio, durante a Fase 3. 
 
  
Figura 114 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 1º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 115 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 2º dia de ensaio – Fase 3 
 
 
 
 
Figura 116 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 3º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 117 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 4º dia de ensaio – Fase 3 
 
 
 
 
 
 Tempo de ensaio: 1 dia Tempo de ensaio: 2 dias 
 Tempo de ensaio: 3 dias Tempo de ensaio: 4 dias 
 
92 
 
  
Figura 118 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 5º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 119 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 6º dia de ensaio – Fase 3 
 
 
 
Figura 120 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 7º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 121 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 8º dia de ensaio – Fase 3 
 
  
Figura 122 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 9º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 123 - Fluxo mássico por unidade de área (DOC) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 10º dia de ensaio – Fase 3 
 Tempo de ensaio: 5 dias Tempo de ensaio: 6 dias 
 Tempo de ensaio: 7 dias Tempo de ensaio: 8 dias 
 Tempo de ensaio: 9 dias Tempo de ensaio: 10 dias 
 
93 
Nas Figuras 124 a 133 mostra-se uma análise semelhante à efectuada nas Figuras 114 a 
123, para os resultados obtidos com CQO, Fase 3. 
 
 
 
 
Figura 124 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 1º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 125 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 2º dia de ensaio – Fase 3 
 
 
 
 
Figura 126 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 3º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 127 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 4º dia de ensaio – Fase 3 
Tempo de ensaio: 3 dias  Tempo de ensaio: 4 dias 
 Tempo de ensaio: 1 dia Tempo de ensaio: 2 dias 
 
94 
 
  
Figura 128 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 5º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 129 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 6º dia de ensaio – Fase 3 
 
 
 
Figura 130 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 7º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 131 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 8º dia de ensaio – Fase 3 
 
 
 
Figura 132 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 7º dia de ensaio – Fase 3 
Figura 133 - Fluxo mássico por unidade de área (CQO) 
para as idades de biofilme estudadas e 
para o 8º dia de ensaio – Fase 3 
Tempo de ensaio: 5 dias Tempo de ensaio: 6 dias 
Tempo de ensaio: 7 dias Tempo de ensaio: 8 dias 
Tempo de ensaio: 9 dias Tempo de ensaio: 10 dias 
 
95 
Com os resultados da Fase 3 pode observar-se que a partir do quarto dia de ensaio, os 
valores do fluxo mássico são semelhantes para todas as idades de biofilme.  
Expressando os fluxos mássicos com CQO, verifica-se que os respectivos valores assumem 
a mesma ordem de grandeza a partir do sexto dia. No entanto, e à semelhança da Fase 2, 
no final dos ensaios os valores de fluxo mássico por unidade de área mais elevados foram 
registados para as idades de biofilme 4 - 5 dias e 5 - 6 dias e para a idade de biofilme 0,5 - 1 
dia. 
 
Diversos estudos (de Beer et al., 1994, Stewart, 1993, Costerton et al., 1994 e Stewart, 
2003) indicam que a difusão de oxigénio e substrato em biofilmes apenas se verifica, 
fundamentalmente, ao nível da colónia de microrganismos, isto é, admitindo que todo o 
biofilme é atravessado por canais, micrométricos, que transportam oxigénio e nutrientes, e 
que portanto as limitações por difusão ocorrem apenas no interior da colónia. Apesar das 
virtualidades desta interpretação, considerou-se que para o presente estudo poderia ser 
esclarecedor analisar a variação do módulo de Thiele (pressupondo uma cinética de 
primeira ordem), para as diferentes condições experimentais utilizadas, nomeadamente a 
influência da idade do biofilme na cinética de biodegradação de um substrato orgânico, com 
espessuras aproximadamente constantes de biofilme. 
Assim, considerando o Módulo de Thiele (
€ 
Φ), 
   
€ 
Φ =δ×
rA
(G × S
*
)
       (eq. 22) 
sendo: 
€ 
δ - Espessura do biofilme (L) 
 rA – Fluxo mássico por unidade de área de biofilme (M L
-2
 T
-1
) 
 G – Coeficiente de difusão da glucose em água – 1,5x10
-6 
(L
2
T
-1
) 
 S* - Concentração de substrato na interface biofilme / líquido (M L
-3
) 
No Quadro 25 mostram-se as concentrações adoptadas do regime quase estacionário (S*), 
utilizadas para o cálculo do Módulo de Thiele. As concentrações são apresentadas em  
gC / m
3
 - DOC e em gO
2
/m
3
 – CQO, para as Fases 2 e 3. 
Quadro 25 – Valores de S* utilizados para cálculo do Módulo de Thiele 
S* - DOC (mg C/l) S* - CQO (mg O
2
/l) 
Idade de Biofilme (d) 
Fase 2 Fase 3 
 
Fase 2 Fase 3 
0,5 a 1 76 126  82 155 
1 a 2 105 128  108 172 
2 a 3 104 128  99 171 
3 a 4 95 126  100 177 
4 a 5 83 127  78 177 
5 a 6 79 127  77 180 
 
96 
No Quadro 26, apresentam-se os valores dos fluxos mássicos por unidade de área, 
calculados com os valores de S* e que foram utilizados para obter o módulo de Thile.  
 
Quadro 26 – Valores dos fluxos mássicos por unidade de área (rA), utilizados para cálculo do Módulo de Thiele. 
rA - (g C/m
2
.h) rA - (g O
2
/m
2
.h) 
Idade de Biofilme (d) 
Fase 2 Fase 3 
 
Fase 2 Fase 3 
0,5 a 1 0,852 2,124  2,353 4,669 
1 a 2 0,692 2,110  2,209 4,577 
2 a 3 0,694 2,111  2,259 4,582 
3 a 4 0,732 2,121  2,356 4,361 
4 a 5 0,811 2,114  2,373 4,549 
5 a 6 0,835 2,119  2,380 4,549 
 
Na Figura 134, mostram-se os valores de espessura das Fases 2 e 3 registados, que foram 
utilizados no cálculo do Módulo de Thiele. 
 
 
     Figura 134 – Evolução da espessura do biofilme ao longo do tempo de ensaio, Fases 2 e 3. 
Nas Figuras 135 a 138 representa-se a variação do  Módulo de Thiele com a idade do 
biofilme e para as Fases 2 e 3. Os valores do módulo de Thiele foram calculados utilizando 
os valores obtidos com DOC e com CQO. 
 
 
97 
 
 
Figura 135 – Módulo de Thiele obtido para as idades 
de biofilme estudadas, para a Fase 2 – 
DOC 
Figura 136 – Módulo de Thiele obtido para as idades 
de biofilme estudadas, para a Fase 2 – 
CQO 
 
 
 
Figuras 137 – Módulo de Thiele obtido para as idades 
de biofilme estudadas, para a Fase 3 – 
DOC  
Figuras 138 – Módulo de Thiele obtido para as idades 
de biofilme estudadas, para a Fase 3 – 
CQO 
 
Como se pode verificar, e como seria de esperar, quanto maior é a espessura, maior é o 
módulo de Thiele, devendo, consequentemente, ser mais importante a limitação de difusão 
de substrato no biofilme. 
Segundo Santana (1986), para valores de Módulo de Thiele superiores a 1,40 (com S* 
expresso em CQO), reduz-se o factor de eficiência, pelo que para os ensaios da Fase 2 com 
idades de biofilme superiores a 2 - 3 dias deverão existir limitações por difusão. Da mesma 
forma, e utilizando o mesmo critério para a Fase 3, em todas as idades de biofilme existiriam 
limitações de difusão de substrato, com excepção das duas idades menores (Id 0,5 a 1 dia e 
Id 1 a 2 dias). 
Contudo, e analisando os valores de fluxo mássico, verificou-se que embora nas idades de 
biofilme mais elevadas (entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias) se possa verificar uma situação 
de filme parcialmente penetrado (colónias maiores e por isso não totalmente penetradas), os 
respectivos fluxos mássicos são mais elevados e estabilizam mais cedo do que nas 
restantes idades estudadas, com excepção da idade de biofilme menor, onde foi registado 
um comportamento em tudo semelhante, sendo até, nalguns casos, mais eficiente.  
 
98 
De facto, analisando os resultados obtidos, poder-se-á concluir que um biofilme 
extremamente jovem, com uma idade entre 0,5 e 1 dia, poderá ser mais eficiente do que os 
biofilmes de idade superior, pelo que se pode admitir que haja vantagens, para a operação 
deste tipo de reactores biológicos, em limitar o crescimento do biofilme, passando dessa 
forma a ser um processo de espessura controlada e, consequentemente, com ganhos de 
eficiência. 
Para determinação do tipo de regime de escoamento foi calculado o número de Reynolds, 
tendo-se obtido um valor muito inferior a 2000, o que indicia que no reactor o regime é 
próximo do laminar. 
 
 
99 
6. Discussão 
 
Com o presente trabalho, introduziu-se o conceito de idade de biofilme, inspirado no 
parâmetro de controlo de sistemas de biomassa em suspensão, idade de lamas (tempo de 
residência de sólidos). 
Até aqui, o controlo da quantidade de biomassa em sistemas de biomassa fixa não se tem 
colocado, porquanto se assume que aquela quantidade será sempre a máxima que se 
mantiver aderente a um suporte, sendo limitada por condições de difusão de substratos 
(orgânico ou oxigénio) e, ou de atrito entre fases, sólida e líquida. 
Nestas circunstâncias, na operação de sistemas de biomassa fixa tem-se presumido que o 
biofilme tem as características que o sistema “naturalmente” permite, declinando-se a 
possibilidade do respectivo controlo. Note-se, por outro lado, que mesmo em trabalhos de 
investigação sobre biofilmes, que como anteriormente referido se têm socorrido de 
sofisticação diversa para a sua avaliação, desconhece-se que algum tivesse incidido na 
análise do seu comportamento para um dada gama de espessuras constantes no tempo. 
Esses estudos, embora medindo a espessura, avaliam comportamentos relativos a estados 
pontuais do desenvolvimento contínuo do biofilme. 
Nesta perspectiva, o presente trabalho propôs um sistema inovador que permite analisar 
aqueles comportamentos, praticamente, para qualquer espessura de biofilme que se 
pretenda. E é assim que o conceito de idade de biofilme se materializa, na medida em que à 
operação a uma dada espessura se associa determinada biomassa resultante de um tempo 
de crescimento pré-fixado, afinal uma “idade”. 
Os resultados permitiram comparar o comportamento de biofilmes de diferentes idades 
obtidos a  partir de duas concentrações de um substrato orgânico, tendo-se observado 
diferenças significativas. 
 
Na Fase 2 de ensaios, constatou-se que a partir do oitavo dia o regime próximo do 
estacionário foi atingido em todas as experiências, reduzindo-se para seis dias nas 
experiências com a idade de biofilme mais elevada (entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias) e na 
experiência com a menor idade do biofilme (entre 0,5 e 1 dia). Contudo, na Fase 3 de 
ensaios, aquele regime foi atingido logo a partir do quarto dia em todas as experiências. 
Constatou-se assim, uma influência clara da concentração de substrato, que poderá ser 
consequência da maior abundância de substrato, ter acelerado condições de adaptação da 
biomassa (Button, 1985, de Beer, et al., 2006). 
 
100 
A esta eventual adaptação mais célere correspondeu, como seria de esperar, que na 
descrição dos ensaios através da evolução dos fluxos mássicos degradados, por unidade de 
área ou de volume, os respectivos valores máximos fossem também atingidos mais cedo. 
Para a concentração de substrato mais elevada, Fase 3, a observação anterior foi bastante 
menos nítida, embora pela análise do fluxo mássico por unidade de volume, referente à 
idade de biofilme mais jovem, se tenha verificado que foi substancialmente superior às 
restantes idades analisadas. 
Considera-se que estas observações poderão resultar (Chang, et al., 2003, Motlagh, et. al., 
2006, Wolf, et al., 2007, Rittmann et al., 2004 e Huston et al., 1998) de, para a menor idade 
do biofilme, existir uma disponibilidade total de substrato para a biomassa existente, não se 
verificando fenómenos de inibição e, ou outras limitações, nomeadamente fenómenos de 
competição, predação, inibição por produtos ou mesmo de difusão de nutrientes ou oxigénio 
( Wolf, et al., 2007, Noguera e Morgenroth, 2004, Wanner e Morgenroth, 2004 e Pizarro et 
al., 2004). Embora admitindo que tais fenómenos também estarão presentes nas idades 
mais elevadas, isto é, para as idades de biofilme entre 4 e 5 dias e 5 e 6 dias, podendo 
influenciar negativamente a eficiência dos processos de degradação, poderão ser 
“mascarados” pelo simples facto de nas referidas idades a quantidade de biomassa 
presente ser significativamente maior do que nas restantes, havendo portanto uma 
compensação. Por outro lado, e segundo Chaudhry e Beg (1998) e Yoon et al. (1977), os 
biofilmes que se encontrem em estado estacionário são menos afectados por estes 
processos de inibição, nomeadamente processos de competição e predação, normalmente 
associados a fenómenos de alternância de espécies. Neste processo, algumas espécies são 
naturalmente eliminadas e as que subsistem, e que constituem o biofilme, conseguem 
coexistir, tornando o processo estável. Esta circunstância poderá explicar as elevadas 
eficiências registadas para as idades de biofilme entre 4 e 5 dias e entre 5 e 6 dias, uma vez 
que foi também nestas idades que a estabilização foi atingida mais rapidamente.  
Parece assim poder admitir-se que haverá vantagem em explorar os sistemas de biomassa 
fixa com idades de biofilme muito jovens (entre 0,5 e 1) ou superiores a 4 dias, sendo, como 
observado, os efeitos mais sensíveis a baixas ou médias concentrações de substrato.  
Embora seja aceite que todo o biofilme é atravessado por canais que transportam nutrientes 
e oxigénio (Stewart, 2003) e que os fenómenos de limitação por difusão se verificam, 
principalmente,  ao nível da colónia de microrganismos, considerou-se que seria 
interessante analisar as possíveis variações do Módulo de Thiele nas diferentes situações 
estudadas, por forma a poder estimar eventuais limitações daquele tipo, assimilando o 
biofilme a uma estrutura plana, conforme as interpretações convencionais. 
 
101 
Assim, nos Quadros 27 e 28 indicam-se os valores do Módulo de Thiele para os ensaios 
realizados, a duas concentrações, tendo-se adoptado uma metodologia para interpretação 
dos resultados que, embora especulativa, disponibiliza uma observação interessante sobre 
o comportamento de biofilmes de determinada idade, em resultado do correspondente 
crescimento. 
A metodologia baseia-se em admitir que as características da camada exterior do biofilme 
se repetem para a mesma unidade de tempo, obtendo-se a respectiva espessura por 
diferença entre a espessura total (observada) e a que se verificou no período de tempo 
anterior. Deste modo, conhecendo-se o comportamento global do biofilme, por balanço 
material inferiu-se o comportamento da camada interior. 
Quadro 27 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 500 mg O
2
/l 
Camada 
interna  externa  biofilme total* 
Id (dia) 
δ rA Φ 
 
δ r
A
 Φ 
 
δ r
A
 Φ 
0,5 a 1 - - - 
 
0,00020 2,353 0,461 
 
0,00020 2,353 0,461 
1 a 2 
0,0002
0 
2,029 0,373 
 
0,00025 2,353 0,502 
 
0,00045 
2,209 0,876 
2 a 3 
0,0004
5 
2,228 0,408 
 
0,00025 2,353 0,524 
 
0,00070 2,259 1,234 
3 a 4 
0,0007
0 
2,358 0,418 
 
0,00030 2,353 0,626 
 
0,00100 
2,356 1,880 
4 a 5 
0,0010
0 
2,380 0,475 
 
0,00030 2,353 0,709 
 
0,00130 
2,373 2,847 
5 a 6 
0,0013
0 
0,403 0,481 
 
0,00100 2,353 2,379 
 
0,00230 
2,380 5,263 
δ - Espessura (m); r
A
 – Fluxo mássico por unidade de área (gO
2
/m
2
.h); Φ - Módulo de Thiele; (*) – valores observados 
 
Quadro 28 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 1000 mg O
2
/l 
Camada 
interna  externa  biofilme total* 
Id (dia) 
δ rA Φ 
 
δ r
A
 Φ 
 
δ r
A
 Φ 
0,5 a 1 - - - 
 
0,0002 4,669 0,472 
 
0,0002 4,669 0,472 
1 a 2 
0,0002 4,439 0,437 
 
0,0003 4,669 0,673 
 0,00050 
 
4,577 1,110 
2 a 3 
0,0005 4,512 0,442 
 
0,0004 4,669 0,899 
 0,00090 
 
4,582 2,004 
3 a 4 
0,0009 4,293 0,424 
 
0,0002 4,669 0,442 
 0,00110 
 
4,361 2,349 
4 a 5 
0,0011 4,429 0,431 
 
0,0011 4,669 2,431 
 0,00220 
 
4,549 4,800 
5 a 6 
0,0022 4,451 0,428 
 
0,0018 4,669 3,945 
 0,00400 
 
4,549 8,654 
δ - Espessura (m); r
A
 – Fluxo mássico por unidade de área (gO
2
/m
2
.h); Φ - Módulo de Thiele; (*) – valores observados 
Com base nos valores apresentados nos Quadros 27 e 28, elaboraram-se as Figuras 139 e 
140, relativas às variações de espessuras, fluxo mássico e Módulo de Thiele das duas 
camadas de biofilme admitidas e do biofilme total, para as duas concentrações estudadas. 
 
 
102 
 
  
Ci – camada interna; Ce – camada externa; BT – biofilme total 
Figura 139 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 500mgO
2
/l 
 
  
 
Ci – camada interna; Ce – camada externa; BT – biofilme total 
Figura 140 – Análise do comportamento do biofilme, S
0
 = 1000mgO
2
/l 
 
Através das Figuras 139 e 140, constata-se que a aproximação adoptada para interpretar o 
comportamento do biofilme parece plausível, permitindo explicar os valores mais elevados 
de fluxo mássicos verificados para a idade de biofilme mais baixa que foi testada, entre 0,5 e 
1 dia, e para as idades entre 4 e 5 dias e 5 e 6 dias. 
De facto, para qualquer das concentrações de substrato estudadas, verifica-se que a 
variação de fluxo mássico do biofilme total para aquelas idades é idêntico ao verificado na 
camada exterior, em que o valor do fluxo mássico é o mais elevado, embora com uma 
concentração de substrato mais elevada esse efeito seja menos notório. 
Por outro lado, observa-se que é na camada externa, e para as idades de biofilme mais 
altas, que se verifica um aumento brusco do Módulo de Thiele, o que deverá corresponder 
ao aumento de espessura daquela camada. 
Id (d) 
Id (d) Id (d) 
Id (d) Id (d) 
Id (d) 
 
103 
Com estas observações, parece poder admitir-se que a partir de 4 – 5 dias de idade do 
biofilme o seu crescimento não introduz qualquer vantagem para o processo, reforçando 
portanto o interesse do controlo da idade, ou da espessura do biofilme. 
Como oportunamente se mostrou, as observações efectuadas com microscopia electrónica 
da estrutura do biofilme para as várias idades estudadas, de algum modo sustentam 
também as hipóteses anteriormente assumidas. Com efeito, apesar do seu carácter 
preliminar, foi possível verificar pela estrutura do biofilme quando a idade é menor, que, 
aparentemente, estão presentes poucas espécies e que existe ainda superfície de suporte 
que não foi colonizada, pelo que, não é expectável a presença de fenómenos de competição 
e, ou predação e, consequentemente de, processos inibitórios, o que deverá propiciar uma 
multiplicação celular e correspondente remoção de substrato mais rápidas. 
Por outro lado, é notório que à medida que a idade do biofilme aumenta, a estrutura do 
biofilme se altera e que passam a existir diferentes formas de colónias, indicando a 
presença no biofilme de maior número de espécies. Assim, embora por razões biológicas 
distintas, parece de aceitar que as condições prevalecentes para extremos da gama de 
idades de biofilme estudadas podem conduzir a remoções de substrato mais elevadas. 
A abordagem utilizada neste trabalho e o dispositivo concebido para permitir o uso de 
sistemas de biomassa fixa a diferentes idades de biofilme poderá vir a proporcionar 
aplicações interessantes no domínio da despoluição de meios líquidos. 
Concretamente, a aplicação do sistema ao tratamento de águas residuais favoreceria 
significativamente a etapa final de separação sólido / líquido. Com efeito, se se admitir um 
sistema que fosse explorado, por exemplo, a uma idade de biofilme de 2 dias, por um lado 
para beneficiar de melhores taxas de remoção, relativas a filmes mais jovens, e, por outro, 
para utilizar um biofilme com uma estrutura mais consolidada, os benefícios parecem 
evidentes: (i) àquela idade de biofilme é de admitir que os desprendimentos de biomassa do 
suporte sejam bastante reduzidos, minimizando portanto os sólidos em suspensão na fase 
líquida que, posteriormente, é submetida a sedimentação e (ii) para controlar a idade do 
biofilme, no tempo correspondente, o suporte com biomassa seria isolado da fase líquida, 
entrando em funcionamento outro reactor e, consequentemente, o biofilme poderia ser 
objecto de raspagem a seco, evitando matéria em suspensão na fase líquida para posterior 
separação. 
Ou seja, no processo convencional a biomassa resultante da conversão de substrato acaba, 
forçosamente, na fase líquida, aquando da separação do suporte. No sistema proposto, a 
biomassa seria removida controladamente e a seco. 
 
104 
 
 
 
105 
7. Conclusões e Perspectivas de Trabalho Futuro 
O presente trabalho disponibilizou uma nova abordagem para o estudo de biofilmes, 
introduzindo um novo conceito, idade do biofilme, para cuja materialização propôs um novo 
dispositivo para operação de sistemas de biomassa fixa com filmes de espessura 
controlada. 
Nesta perspectiva, o trabalho permitiu estudar biofilmes numa gama de idades entre 0,5 – 1 
dia e 5 – 6 dias, possibilitando a comparação de comportamentos de reactores operados a 
espessura de filme constante, contrariamente ao que é normalmente realizado em sistemas 
de biomassa fixa contínuos. 
Os resultados permitiram concluir que a idade do biofilme pode influenciar significativamente 
a remoção de substrato, tendo-se constatado que as idades de 0,5 – 1 dia, 4 – 5 dias e 5 – 6 
dias foram as que apresentam resultados mais favoráveis. 
Através da metodologia proposta para interpretação do comportamento do biofilme, 
decompondo-o em duas camadas, concluiu-se que a camada externa parece controlar a 
transferência de massa, tendo permitido explicar as variações dos fluxos mássicos 
registados, as quais parecem encontrar alguma base nas observações efectuadas com 
microscopia electrónica, apesar do seu carácter preliminar. 
O trabalho permitiu ainda concluir ser possível avaliar a espessura do biofilme através da 
variação da capacidade eléctrica de um meio previamente caracterizado, o que foi 
materializado por um dispositivo de medição não invasivo da espessura do biofilme. 
Com os resultados obtidos, conclui-se que poderá ser vantajosa a operação de sistemas de 
biomassa fixa com idade controlada. Para além de potenciais benefícios de eficiência, 
principalmente correspondentes a filmes jovens, tais sistemas permitiriam também reduzir 
significativamente a matéria em suspensão na etapa de sedimentação final. Com efeito, se o 
controlo da idade do biofilme for efectuado a seco, isto é, por raspagem de biomassa 
quando o reactor for retirado de serviço, evitar-se-ia a passagem à fase líquida de biofilme 
que naturalmente se desprende do suporte. 
Dado o carácter inovador do trabalho, diversas perspectivas de continuidade se colocam, 
podendo centrar-se em vários domínios. 
Assim, desde logo, considera-se que seria interessante prosseguir o estudo para uma faixa 
mais alargada de idades de biofilme e para outras concentrações de substrato. Tal deveria 
permitir consolidar tendências observadas e eventualmente contribuir para a modelação da 
cinética do sistema estudado. 
 
106 
Adicionalmente, admite-se que o sistema possa ter um potencial razoável para a 
biodegradação de xenobióticos, dada a possibilidade de efectuar adaptações na fase de 
crescimento de biofilme até à idade pretendida. 
Importaria também comparar a produção de lamas por exploração do sistema a diferentes 
idades de biofilme e verificar a potencial redução de matéria em suspensão na etapa de 
sedimentação final. 
Relativamente ao método de medição “on-line” não destrutivo da biomassa desenvolvido 
dever-se-ia, em futuros estudos, investigar melhor o efeito de blindagem, verificado 
ampliando o número de experiências para assegurar a representatividade do método. 
O trabalho futuro deveria também incidir na caracterização de espécies de microrganismos 
presentes em biofilmes de diferentes idades, bem como fenómenos de interacção entre 
espécies. Seria igualmente interessante obter informação sobre a estrutura do biofilme, para 
diferentes idades, nomeadamente a 3D, por forma a aprofundar mecanismos de 
transferência de massa e, eventualmente, detectar outras características dos biofilmes. 
 
 
 
 
 
 
107 
8. Referências 
Amann, R. I., Ludwig, W. and Schleifer, K. H. (1995). Phylogenetic identification and in situ 
detection of individual microbial cells without cultivation. Microbiological Reviews. Vol. 59,  
pp 143 - 169. 
Ardern, E., Lockett, W. T. (1915).  Oxidation of Sewage Without the Aid of Filters. Journal of 
the Society of Chemical Industry. Vol. 34, pp 937 - 943. 
Atkinson, B., Davies, I. J. (1974). The overall rate of substrate uptake (reaction) by microbial 
films. Part I – A biological rate equation. Chemical Engineering Reasearch and Design. Vol. 
52 (a), pp 248 – 259. 
Bader F. G., (2004). Analysis of double-substrate limited growth. Biotechnology and 
Bioengineering. Vol. 20 (2), pp 183 – 202. 
Benefield, L., Molz, F., (1985). Mathematical simulation of a biofilm process. Biotechnology 
and Bioengineering. Vol. 27, (7), pp 921 - 931. 
Boaventura R. A., Rodrigues A. E. (1988). Consecutive reactions in fluidized-bed biological 
reactors: modeling and experimental study of wastewater denitrification. Chemical 
Engineering Science. Vol. 43, (10), pp 2715 – 2728. 
Braha, A., Hafner, F. (1987). Use of lab batch reactors to model biokinetics. Water Research. 
Vol. 21 (1), pp 73 - 81. 
Brown, J. A., (2005). The Early History of Wastewater Treatment and Disinfection. American 
Society of Civil Engineers. Vol. 173, Nº. 40792  
Bungay, H. R., Whalen, W. J., and Sanders, W. M. (1969). Microprobe techniques for 
determining diffusivities and respiration rates in microbial slime systems. Biotechnology 
Bioengineering. Vol. 11, pp 765 – 772. 
Burks, B., Minnis M. (1994). On-Site Wastewater Treatment Systems. Madison, Conn.: 
Hogarth House Ltd.,  
Button, D. K. (1985). Kinetics of Nutrient-Limited Transport and Microbial Growth. 
Microbiological Reviews. Vol. 49 (3), pp 270 - 297. 
Center for biofilm engineering – 2008 - in http://www.erc.montana.edu/Res-Lib99-
SW/Image_Library/Structure-Function/default.htm  
 
108 
Chang, H. T., Rittmann, B. E. (1987) (a), Mathematical Model of Biofilm on Activated Carbon. 
Environmental Science and Technology. Vol. 21 (3), pp. 273 - 280. 
Chang, H. T., Rittmann, B. E. (1987) (b), Verification of the Model of Biofilm on Activated 
Carbon. Environmental Science and Technology. Vol. 21 (3), pp. 280 - 288. 
Chang, I., Gilbert, E. S., Eliashberg, N. and Keasling, J. D. (2003) A three dimensional, 
stochastic simulation of biofilm growth and transport-related factors that affect structure. 
Microbiology. Vol. 149, pp 2859  –2871. 
Characklis, W. G., Marshall, K. C. (1989). Biofilms. John Wiley, New York. 
Chaudhry M. A. S., Beg, S. A., (1998). Review on the Mathematical Modeling of Biofilm 
Processes: Advances in Fundamentals of Biofilm Modeling. Chemical Engineering and 
Technology. Vol. 21 – 9, pp 701 – 710. 
Chen, Y. S., Bungay, H. R. (1981). Micro-electrode studies of oxygen transfer in trickling filter 
slimes. Biotechnology Bioengineering. Vol. 23, pp 781 - 792. 
Chudoba, J. (1989). Discussion of: Effect of Culture History on the Determination of 
Biodegradation Kinetics by Batch and Fed-Batch Techniques. Journal of the Water Pollution 
Control Federation. Vol. 61 (3), pp. 367 - 369. 
Commission on Life Sciences. (1977). Drinking Water and Health. Vol 1, pp 940 
Cooper, P. F. (2000). Historical aspects of wastewater treatment. IWA Publishing. 
Decentralized Sanitation and Reuse: Concepts, Systems and Implementation. Edited by P. 
Lens, G. Zeeman and G. Lettinga. ISBN: 1 900222477, pp 11 – 38. 
Costerton, J. W., Irvin, R. T., Cheng, K. J. (1981). Role of bacterial surface structures in 
pathogenesis. Critical Reviews in Microbiology. Vol. 8 (4), pp 303 - 338. 
Costerton, J. W. (1985). The role of bacterial exopolysaccharides in nature and disease. 
Developments in Industrial Microbiology. Vol. 26, pp 249-261. 
Costerton, J. W., Lewandowski, Z., de Beer, D., Caldwell, D., Korben, D., James, G., (1994). 
Minireview: Biofilms, the Customized Micronich. Journal Bacteriology. Vol.176 (8), pp 2137 – 
3142. 
Counotte, G. H. M., Prins, R. A. (1979). Calculation of K
m
 and V
máx
 from substrate 
concentration versus time plot. Applied and Environmental Microbiology. Vol. 38 (4), pp 758 - 
760. 
 
109 
Daigger, G. T., Grady Jr. C. P. L. (1982) (a). An Assessment of the role of physiological 
adaptation in the trasient response of bacterial cultures. Biotechnology and Bioengineering. 
Vol. 24 (6), pp 1427 – 1444. 
Daigger, G. T., Grady Jr. C. P. L. (1982) (b). Review Paper – The Dynamics of Microbial 
Growth on Soluble Substrates. A Unifying Theory. Water Research. Vol. 16 (4), pp 365 - 382. 
de Beer, D., van den Heuvel, J. C., Ottengraf, S.P. (1993). Microelectrode measurements of 
the activity distribution in nitrifying bacterial aggregates. Applied and Environmental 
Microbiology. Vol. 59 (2), pp 573 - 579. 
de Beer, D., Stoodley, P., Roe, F. and Lewandowski, Z. (1994). Effects of biofilm structures 
on oxygen distribution and mass transport. Biotechnology Bioengineering. Vol. 43 (11), pp 
1131 - 1138. 
de Beer, D., Stoodley, P., (2006). Microbial Biofilms. Prokaryotes. Chapter 3.10. pp 904 – 
937. 
Deront M., Samb F. M., Adler N., Péringer P. (1998). Biomass growth monitoring using 
pressure drop in a concurrent biofilter. Biotechnology and Bioengineering. Vol 60 (1), pp 97 – 
104. 
Dibdin W. J. (1907). The Disposition and Analysis of sewage Debris in Contact Beds. The 
Analyst. Vol. 32, pp 108 – 116. 
Domingos, I. (1999). Contribuição para o estudo da biodegradação aeróbia de ácido abiético 
e terpineol (Tese de Doutoramento). FCT – UNL. 
Duggleby, R. G. Morrison, J. F. (1977). The analysis of progress curves for enzyme-
catalysed reactions by non-linear regression. Biochimica Biophysica Acta. April 12 Vol. 481 
(2), pp 297 - 312. 
Dutta, S., (2007). Mathematical Modeling of the Performance of a Rotating Biological 
Contactor for Process Optimisation in Wastewater Treatment. Phd Thesis. Universität 
Fridericiana zu Karlsruhe. 
Ellis, T. G., Smets, B. F., Magbanua, Jr. B. S., Grady Jr. C. P. L. (1996). Changes in 
measured biodegradation kinetics during the long-term operation of completely mixed 
activated sludge (CMAS) bioreactors. Water Science & Technology. Vol. 34 (5 – 6), pp 35 – 
42. 
 
110 
Flemming, H. C., Szewzyk, U. and Gribe, T. (2000). Biofilms. Investigative Methods & 
Applications. In: Technomic Publishing Company, Inc. Pennsylvania. USA – pp 221- 224. 
Flora, J. R. V., Suidan, M. T., Biswas, P., Sayles, G. D. (1993). Modeling substrate transport 
into biofilms: role of multiple ions asn pH effects. Journal Environmental Engineering. Vol. 
119, pp. 908 - 930. 
Flora, J. R. V., Suidan, M. T., Biswas, P., Sayles, G. D. (1995) (a). Modelling algal Biofilms: 
role of carbon, light, cell surface, and ionic species. Water Environment Research. Vol. 67 
(1), pp 87 - 94. 
Flora, J. R. V., Suidan, M. T., Biswas, P., Sayles, G. D. (1995) (b). A modeling study of 
anaerobic biofilm systems: I. Detailed biofilm modeling. Biotechnology Bioengineering. Vol. 
46 (1), pp. 43 - 53. 
Flora, J. R. V., Suidan, M. T., Biswas, P., Sayles, G. D. (1995) (c). A modeling study of 
anaerobic biofilm systems: II. Reactor modeling. Biotechnology Bioengineering. Vol. 46 (1), 
pp 54 - 61. 
Folwell, A. P. (1916). Sewerage – The Designing, Construction, and Maintenance of 
Sewerage Systems. John Wiley and Sons, Inc. New York, 7
th
 edition, pp 1 - 12. 
Fraden, J. (1995). AIP Handbook of Modern Sensors (Physics, Designs and Applications), 
3rd ed., AIP Press, New York. 
Furumai, H., Rittmann, B. E. (1994). Evaluation of Multiple - Species Biofilm and Floc 
Processes using a Simplified Aggregate Model. Water Science Technology. Vol. 29 (10-11), 
pp. 439 - 446. 
Gadani V., Villon, P., Manem, J. A., Rittmann, B. E., (1993). A new method to solve non-
steady-state multispecies biofilm model. Bulletin of Mathematical Biology. Vol. 55 (6), pp 
1039 - 1061. 
Gates, W. E., Marlar, J. T. (1968). Graphical analysis of batch culture using the Monod 
expressions. Journal of the Water Pollution Control Federation. November. Vol. 40 (11), pp 
469 - 476. 
Gjaltema, A. and Griebe, T. (1995). Laboratory biofilm reactors and on-line monitoring: 
Report of the discussion session. Water Science Technology. Vol. 32 (8), pp 257 – 261. 
Gibbs, J. T. and Bishop, P. L. (1995). A method for describing biofilm surface roughness 
using geostatistical techniques, Water Science Technology. Vol. 32 (8), pp 91 – 98. 
 
111 
Grady Jr., C. P. L. , Smets, B. F., Barbeau, D. S. (1996). Variability in Kinetic Parameter 
Estimates: A Review of possible causes and proposed Terminology. Water Research. Vol. 
30 (3), pp 742 - 748. 
Harremoes, P. (1978). Biofilm kinetics. In Mitchell, R. (ed.). Water pollution microbiology Vol. 
2, pp 71 - 109. John Wiley & Sons, New York, U.S.A. 
Henrici A. T., (1933). Studies of freshwater bacteria. A direct microscopic method. Journal of 
Bacteriology. Vol 25, pp 277 – 286. 
Hermanowicz, S. W. (2001). A simple 2D biofilm model yields a variety of morphological 
features. Mathematical Biosciences. Vol. 169, pp 1 – 14. 
Hinson R. K., Kocher W. M. (1996). Model for effective diffusivities in aerobic biofilms. 
Journal Environmental Engineering. Vol. 122, pp 1023 – 1030. 
Hirsch P., Pankratz S. H. (1970). Study of bacterial populations in natural environments by 
use of submerged electron microscope grids. Zeitschrift Allgemaine Mikrobiologie. Vol. 10 
(8), pp 589 – 605. 
Huston, M. A., DeAngelis, D. L., Post, W. (1998). New computer models unify ecological 
theory. BioScience. Vol. 38, pp 682 - 691. 
Imai, T., Kusuda, T., Furumai, H. (1994). Kinetic Study and Mathematical Modeling of biofilm 
in an Anaerobic Fluidized Bed. Water Science Technology. Vol. 29 (10 – 11), pp 369 - 376. 
Inoué, S. (1995). Foundations of confocal scanned imaging in light microscopy. In: J.B. 
Pawley (ed): Handbook of biological confocal microscopy. Plenum Press, New York. 
Johnston, J. H. (1913). Eighth Report of Royal Commission on Sewage Disposal. The 
Analyst. Vol. 38, pp 535 - 541. 
Johnston, J. H. (1915). Ninth and Final Report of Royal Commission on Sewage Disposal. 
The Analyst. Vol. 40, pp 421 - 424. 
Jorgensen, B. B., Revsbech, N. P. (1983). Colorless sulfur bacteria, Beggiatoa spp. and 
Thiovulum spp., in O
2
 and H
2
S microgradients. Applied and Environmental Microbiology. Vol. 
45 (4), pp 1261 - 1270. 
Keevil, C. W., Walker, J. T. (1992). Normarski DIC microscopy and image analysis of 
biofilms. Binary. Vol. 4, pp 93 - 95. 
Kiersted, W. (1894). Sewage Disposal. John Wiley and Sons, New York, NY. 
 
112 
Kissel, J. C., McCarty, P. L., Street, R. L. (1984). Numerical Simulation of Mixed culture 
Biofilm. Journal Environmental Engineering. Vol. 110 (2), pp 393 - 411. 
Kreft, J. U., Picioreanu, C., Wimpenny, J. W. T., van Loosdrecht, M. C. M. (2001). Individual-
based modelling of biofilms Microbiology. Vol. 147, pp 2897 – 2912. 
Kreft, J. U., and Wimpenny J. W. T. (2001) (a). Effect of EPS on biofilm structure and 
function as revealed by an individual-based model of biofilm growth. Water Science 
Technology. Vol. 43 (6), pp 135 – 141. 
Kreft, J. U., and Wimpenny J. W. T. (2001) (b). Modelling biofilms with extracellular polymeric 
substances, In P. Gilbert, D. Allison, M. Brading, J. Verran, and J. Walker (ed.), Biofilm 
community interactions: chance or necessity? BioLine, Cardiff, Wales. pp 191–199. 
Kuhl, M. and Jorgensen, B. B. (1992). Microsensor measurements of sulfate reduction and 
sulfilde oxidation in compact microbial communities of aerobic biofilms. Applied and 
Environmental Microbiology. Vol. 58 (4), pp 1164 - 1174. 
LaMotta, E. J. (1976). Internal diffusion and reaction in biological films. Journal 
Environmental Science & Technology. Vol. 10 (8), pp 765 – 769. 
Larsen, T. A., Harremoes, P. (1994). Degradation mechanisms of colloidal organic matter in 
biofilm reactors. Water Research. Vol. 28 (6), pp 1443 - 1452. 
Laspidou, C. S., Rittmann, B. E. (2004). Modeling the development of bio.lm density 
including active bacteria, inert biomass, and extracellular polymeric substances. Water 
Research. Vol. 38, pp 3349 – 3361. 
Lawrence, J. R., Korber, D. R., Hoyle, B. D., Costerton J. W., Caldwell, D. E. (1991). Optical 
sectioning of microbial biofilms. Jounal of Bacteriology. Vol. 173 (20), pp 6558 - 6567. 
Lewandowski G. A. (1990). Batch biodegradation of industrial organic compounds using 
mixed liquor from different POTWs. Research Journal of the Water Pollution Control 
Federation. Vol. 62 (6), pp 803 - 827. 
Lowcock, S. R. (1894). Experiments on the Filtration of Sewage. Journal Minutes of The 
Proceedings. Vol. 115 (1894), pp 297 - 314. 
Maurício, R. Dias, C. J., Santana, F. (2006) Monitoring Biofilm Thickness using a Non-
Destructive, on-line, Electrical Capacitance Technique. Environmental Monitoring and 
Assessment. Vol. 119, pp 599 – 607. 
 
113 
MeGee, R. D., Drake, J. F., Fredrickson, A. G., Tsuchiya, H. M., (1972). Studies in 
intermicrobial symbiosis, Saccharomyces cerevisiae and Lactobacillus casei. Canadian 
Journal of Microbiology. Vol. 18 (11), pp 1733 - 1742. 
Melosi, M. V. (2000). The Sanitary City:  Urban infrastructures in America from colonial times 
to the present, Johns Hopkins University Press, Baltimore, Maryland, 578 pp. 
Minski, M. (1988). Memoir on inventing the confocal scanning microscope. Scanning. Vol. 
10, pp 128 – 138. 
Motlagh, A. R., Voller, V.R., Semmens, M. J. (2006). Advective flow through membrane-
aerated biofilms modeling results. Journal of Membrane Science. Vol. 273, pp 143 - 151. 
Nielsen, L. P., Christensen, P. B., Revsbech, N. P., Sorensen, J. (1990). Denitrification and 
oxygen respiration in biofilms studied with a microsensor for nitrous oxide and oxygen. 
Microbiology and Ecology. Vol. 19 (1), pp 63 - 72. 
Nogueira, R. Elenter, D., Brito, A., Melo L. F.  Wagner, M., Morgenroth, E. (2005). Evaluating 
heterotrophic growth in a nitrifying biofilm reactor fluorescence in situ hybridization and 
mathematical modeling. Water Science and Technology. Vol. 52 (7), pp 135 – 141. 
Noguera, D. R., Okabe, S., Picioreanu, C. (1999) (a). Biofilm modeling: present status and 
future directions. Water Science Technology. Vol. 39 (7), pp 273 - 278. 
Noguera, D. R., Pizarro, G. Stahl, D. A. and Rittmann, B. E. (1999) (b). Simulation of 
multispecies biofilm development in three dimensions. . Water Science Technology. Vol. 39 
(7), pp 123 – 130. 
Noguera, D. R., Morgenroth, E. (2004). Introdution to the IWA Task Group on Biofilm 
Modeling. Water Science and Tecnology. Vol. 49 (11-12), pp 131 - 136. 
Nyvad, B., Fejerskov, O. (1997) Assessing the stage of caries lesion activity on the basis of 
clinical and microbiological examination. Community Dentistry and Oral Epidemiology. Vol. 
25 (1), pp 69 - 75. 
Okpokwasili G. C., Nweke C. O. (2005). Microbial growth and substrate utilization kinetics. 
African Journal of Biotechnology, Vol. 5 (4), pp 305 – 317. 
Olsen, G. J., Lane, D. J., Giovannoni, S. J., Pace, N. R., Stahl, D. A. (1986). The microbial 
ecology and evolution: a ribosomal RNA approach. Annual Review of Microbiology. Vol. 40, 
pp 337 - 365. 
Peters, R. W., Alleman, J. E. (1985). The History of Fixed Film Wastewater Treatment 
 
114 
Systems. Proceedings of the 1st International Conference on Fixed-Film Systems, Kings 
Island, Ohio. pp 60 – 88. 
Picioreanu, C., van Loosdrecht, M. C. M., Heijnen, J. J. (1998) (a). Mathematical modeling of 
biofilms struture with hybrid differential discrete cellular automaton approach. Biotechnology  
Bioengineering. Vol. 58 (1), pp 101 - 116. 
Picioreanu, C., van Loosdrecht, M. C.,  Heijnen, J. J. (1998) (b). A new combined differential-
discrete cellular automaton approach for biofilm modeling: application for growth in gel 
beads. Biotechnology  Bioengineering. Vol. 57 (6), pp 718 – 731. 
Picioreanu, C., van Loosdrecht, M. C., Heijnen, J. J. (1999). Discrete-differential modeling of 
biofilm struture. Water Science Technology. Vol. 39 (7), pp 115 – 122. 
Picioreanu, C., Kreft, J. U., van Loosdrecht, M. C. M. (2004). Particle-Based 
Multidimensional Multispecies Biofilm Model. Applied Environmental Microbiology. Vol. 70 
(5), pp 3024 – 3040. 
Pizarro, G. E., Garcia, C., Moreno, R., Sepulveda, M. E. (2004). Two-dimensional cellular 
automaton model for mixed-culture biofilm. Water Science and Tecnology. Vol. 49 (11-12) pp 
193 - 198. 
Richards, S. R. and Turner R. J. (1984). A comparative study of techniques for the 
examination of biofilms by scanning microscopy. Water Research. Vol. 18, pp 767 – 773 
Rittmann, B. E., McCarty, P. L. (1980). Model of steady-state-biofilm kinetics. Biotechnology 
Bioengineering. Vol. 22 (11), pp 2343 - 2357. 
Rittmann, B. E., McCarty, P. L. (1980). Evaluation of steady-state-biofilm kinetics. 
Biotechnology Bioengineering. Vol. 22 (11), pp 2359 – 2373. 
Rittmann, B. E., McCarty, P. L. (1981). Substrate Flux into Biofilms of any Thickness. Journal 
Environmental Engineering. Vol. 107 (EE3), pp 831 - 850. 
Rittmann, B. E. (1982). The effect of shear stress on biofilm loss rate. Biotechnology 
Bioengineering. Vol. 24 (2), pp 501 - 506. 
Rittmann, B. E., Dovantzis, K. (1983). Dual limitation of biofilm kinetics. Water Research. Vol. 
17 (12), pp 1727 - 1734. 
Rittmann, B. E., Brunner, C. W. (1984). A nonsteady-state biofilm process for advanced 
organics removal. Journal Water Pollution Control Federation. Vol. 56 (7), pp 874 – 880. 
 
115 
Rittmann, B. E., Manem, J. A. (1992). Development and experimental evaluation of a steady-
state, multispecies biofilm model. Biotechnology Bioengineering. Vol. 39 (9), pp 914 - 922. 
Rittmann, B. E., Schwarz, A. O., Eberl, H. J. Morgenroth E., Perez J., van Loosdrecht, M., 
Wanner, O., (2004). Results from the multi-species Benchmark Problem (BM3) using one-
dimensional models. Water Science and Tecnology. Vol. 49 (11-12), pp 163 - 168. 
Robinson, J. A., James, M., Tiedje, J. M. (1983). Nonlinear estimation of Monod growth 
kinetic parameters from a single substrate depletion curve. Applied and Environmental 
Microbiology. Vol. 45 (5), pp 1453 – 1458. 
Royal Commission on Sewage Disposal. (1908). The Fifth Report – Methods of Treating and 
Disposing of Sewage. The British Medical Journal. Nov. 7, pp 1447. 
Santana, F. (1986). Contribuição para o Estudo da Modelização de Reactores de Biomassa 
Fixa (Discos Biológicos). Tese de Doutoramento. FCT – UNL. 
Seeger, H., (1999). The History of German Waste Water Treatment. European Water 
Management. Vol. 2 (5), pp 51 - 56. 
Seker S., Beyenal H., Tanyolac A. (1995). The effects of biofilm thickness on biofilm density 
and substrate consumption rate in a differential fluidized bed biofilm reactor (DFBBR). 
Journal of Biotechnology. Vol. 41, pp 39 – 47. 
Simkins, S. Alexander, M. (1984). Models for mineralization kinetics with the variables of 
substrate concentration and population density. Applied and Environmental Microbiology. 
Vol. 47 (6), pp 1299-1306. 
Simkins, S. Alexander, M. (1985). “Nonlinear estimation of the parameters of Monod kinetics 
that best describe mineralization of several substrate concentration by dissimilar bacterial 
densities”. Applied and Environmental Microbiology. pp 816 - 824. 
Skowlund, C. T. (1990). Effect of biofilm growth on steady-state biofilm models. 
Biotechnology Bioengineering. Vol. 35 (5), pp 502 - 510. 
Smith, E. D., Bandy J. T., (1980). "A History of the Rotating Contactor Process," Proceedings 
of the First National Symposium/Workshop on Rotating Biological Contactor Technology, 
Vol. 1, pp. 11 – 23 
Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (2005). American Public 
Health Association (APHA). 21
st
 Edition. 
 
116 
Stewart, P. S. (1993). A model of biofilm detachment. Biotechnology Bioengineering. Vol. 41 
(1), pp 111 - 117. 
Stewart, P. S., (2003). Diffusion in Biofilms – Guest Commentaries. Journal of Bacteriology. 
Vol. 185 (5), pp 1485 - 1491. 
Stoddart, F. W. (1893). Water Analysis – The Interpretation of Results. The Analyst. Vol. 18, 
pp 293 - 306. 
Szwerinski, H., Arvin, E., Harremoes, P. (1986). pH-decrease in nitrifying biofilms. Water 
Research. Vol. 20 (8), pp 971 - 976. 
Tanaka, H., Dunn, I. J., (1982). Kinetics of biofilm nitrification. Biotechnology Bioengineering. 
Vol. 24 (3), pp 669 - 689. 
Templeton, L. L., Grady Jr. C. P. L. (1988). Effect of Culture History on the Determination of 
Biodegradation Kinetics by Batch and Fed-Batch Techniques. Journal of the Water Pollution 
Control Federation. Vol. 60 (5), pp 651 - 658. 
van Loosdrecht, M. C. M., Eikelboom, D., Gjaltema, A., Mulder, A.,Tijhuis, L., Heijnen, J. J. 
(1995). Biofilm structures. Water Science Technology. Vol. 32, pp 35 - 43. 
Veluchamy R. R. A. (2006). Struture and Activity of Pseudomonas Aeruginosa PAO1 
Biofilms. Thesis for Master of science in Environmental Engineering. Montana State 
University. 
Wanner, J. (1994). Activated sludge population dynamics. Water Science & Technology. Vol. 
30 (11), pp 159 - 169. 
Wanner, O., Gujer, W. (1984). Competition in Biofilms. Water Science Technology. Vol. 17  
(2 – 3), pp 27 - 44. 
Wanner, O., Gujer, W. (1986). A multi-species biofilm model. Biotechnology Bioengineering. 
Vol. 28, pp 314 - 328. 
Wanner, O. (1995). New experimental findings and biofilm modeling concepts. Water 
Science Technology. Vol. 32 (8), pp 133 - 140. 
Wanner, O., Reichert, P. (1996). Mathematical modeling of mixed-culture biofilms. 
Biotechnology Bioengineering. Vol. 49 (2), pp 172 - 184. 
Wanner, O., Morgenroth, E. (2004). Biofilm modeling with AQUASIM. Water Science and 
Tecnology. Vol. 49 (11-12), pp 137 - 144. 
 
117 
Wasche S., Horn H., Hempel D.C. (2002). Influence of growth conditions on biofilm 
development and mass transfer at the bulk / biofilm interface. Water Research. Vol. 36, pp 
4775 – 4784. 
Williamson, K., McCarty , P. L. (1976). A model of substrate utilization by bacterial. Journal 
Water Pollution Control Federation. Vol. 48 (1), pp 9 – 24. 
Wimpenny, J. W., Coombs, J. P. (1983). Penetration of oxygen into bacterial colonies. 
Journal General Microbiology. Vol. 129, pp 1239 - 1242. 
Wimpenny J., W. Manz W., Szewzyk, U., (2000), Heterogeneity in Biofilms. FEMS 
Microbiology Reviews. Vol. 24 – 5, pp 661 - 671. 
Woese, C., Fox, G. E. (1977). Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary 
kingdoms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. Vol. 74 (11), pp 
5088 - 5090. 
Woese, C. R. (1987). Bacterial evolution. Microbiology Reviews. Vol. 51 (2), pp 221 - 271. 
Wolf, W., Picioreanu, C., van Loosdrecht, M. C. M. (2007). Kinetic modeling of photototrophic 
biofilms – the Phobia model. Biotechnology and Bioengineering (DOI 10.1002/bit.21306) – 
Accepted Preprint 
Yoon, H., Klinzing, G., Blanch, H. W. (1977). Competition for mixed substrates by microbial 
populations Biotechnology Bioengineering. Vol. 19, (8) pp. 1193 - 1210. 
Xavier, J. B., White, D. C., Almeida, J. S. (2003). Automated biofilm morphology 
quantification from confocal laser scanning microscopy imaging. Water Science and 
Tecnology. Vol. 47 (5), pp 31 - 37. 
Zhang, T. C., Fu,Y. C., Bishop, P. L. (1994). Competition in Biofilms. Water Science 
Technology. Vol. 29 (10 – 11), pp 263 - 270. 
Zinn M., Witholt, B., Egli T., (2004). Dual nutrient limited growth: models, experimental 
observations, and applications. Journal of Biotechnology. Vol. 113, pp 263 – 279. 
 
 
 
 
 
118 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
119 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ANEXOS 


 
120 
 
 
 
 
 
 
ANEXO 1 
Quadros 1 e 2 – procedimento (exemplo) para desenvolvimento de biofilmes 
com idade entre 0,5 e 1 dia, e entre 5 e 6 dias (casos extremos) de modo a 
analisar as taxas de degradação do substrato. Para os ensaios com idades 
intermédias, o procedimento foi idêntico havendo, no entanto, necessidade de 
alterar o número de reactores em funcionamento consoante a idade de biofilme 
pretendida. 
 
 
 
 
 
 
 
 


 
121 
Quadro 1 - Procedimento experimental para o Ensaio com idade de biofilme entre 0,5 e 1 dia. 
 
Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 
Reactor 4 Reactor 5 Reactor 6 
Tempo de Ensaio Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
0 h - 12 h 
√ 
X X X         
12 h – 24 h 
√ √ √ 
X         
24 h – 36 h 
√ 
X 
√ √ 
        
36 h – 48 h 
√ √ √ 
X         
48 h – 60 h 
√ 
X 
√ √ 
        
60 h – 72 h 
√ √ √ 
X         
72 h – 84 h 
√ 
X 
√ √ 
        
84 h – 96 h 
√ √ √ 
X         
96 h – 108 h 
√ 
X 
√ √ 
        
108 h – 120 h 
√ √ √ 
X         
120 h – 132 h 
√ 
X 
√ √ 
        
132 h – 144 h 
√ √ √ 
X         
144 h – 156 h 
√ 
X 
√ √ 
        
156 h – 168 h 
√ √ √ 
X         
168 h – 180 h 
√ 
X 
√ √ 
        
180 h – 192 h 
√ √ √ 
X         
192 h – 204 h 
√ 
X 
√ √ 
        
204 h – 216 h 
√ √ √ 
X         
216 h – 228 h 
√ 
X 
√ √ 
        
228 h - 240 h 
√ √ √ 
X         
 
Operação – O reactor está em funcionamento para promover o crescimento da biomassa da espessura em análise, (determinada idade). 
Controlo Analítico – o reactor está em funcionamento e em análise, isto é, durante este período são recolhidas amostras do efluente para 
determinação do CQO, TOC, SST e SSV.  
 
122 
Quadro 2 - Procedimento experimental para o Ensaio com idade de biofilme entre 5 e 6 dia. 
 
Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 Reactor 4 Reactor 5 Reactor 6 
Tempo de Ensaio Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
Operação 
Controlo 
Analítico 
0 h - 12 h 
√ 
X X X X X X X X X X X 
12 h – 24 h 
√ 
X X X X X X X X X X X 
24 h – 36 h 
√ 
X 
√ 
X X X X X X X X X 
36 h – 48 h 
√ 
X 
√ 
X X X X X X X X X 
48 h – 60 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X X X X X X X 
60 h – 72 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X X X X X X X 
72 h – 84 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X X X X X 
84 h – 96 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X X X X X 
96 h – 108 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X X X 
108 h – 120 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X X X 
120 h – 132 h 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
132 h – 144 h 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
144 h – 156 h 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
156 h – 168 h 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
168 h – 180 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
180 h – 192 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
192 h – 204 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
204 h – 216 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
√ 
X 
216 h – 228 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
228 h - 240 h 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ 
X 
√ √ √ 
X 
CONTÍNUAÇÃO DO PROCEDIMENTO ATÉ 10 DIAS DE CONTROLO ANALÍTICO EFECTIVO  
Operação – O reactor está em funcionamento para promover o crescimento da biomassa da espessura em análise, (determinada idade). 
Controlo Analítico – o reactor está em funcionameno e em análise, isto é, durante este período são recolhidas amostras do efluente para 
determinação do CQO, TOC, SST e SSV.
 
123 
 
 
 
 
 
 
ANEXO 2 
 
Quadros 1 a 7 – Resultados obtidos durante a Fase 2 para as várias idades de 
biofilme analisadas e para o ensaio contínuo.  
 
- Valores expressos em DOC e CQO (valores registados e valores 
médios diários).  
- Fluxos mássicos por unidade de área e por unidade de volume de 
biofilme. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
124 
Quadro 1 – Fase experimental 2 – Id 0,5 a 1 
Dia de 
Ensaio 
 
 
 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
22:00 230 500 
4:00 230 500 
10:00 229 500 
16:00 225 482 
1 
22:00 221 
227 
 
487 
494 
 
0,00 0,02 1,38 99,01 
4:00 223 452 
10:00 213 394 
16:00 178 400 
2 
22:00 122 
184 
 
285 
383 
 
0,07 0,37 
341,24 1855,89 
4:00 105 220 
10:00 102 227 
16:00 102 195 
3 
22:00 111 
105 
 
150 
198 
 
0,65 
1,39 3254,94 6944,61 
4:00 106 150 
10:00 102 150 
16:00 102 154 
4 
22:00 96 
101 
 
154 
152 
 
0,68 
1,97 3406,91 9868,90 
4:00 95 152 
10:00 95 152 
16:00 88 143 
5 
22:00 88 
91 
 
137 
146 
 
0,74 
1,96 3710,44 9792,91 
 
125 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) 
DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO2/l) 
CQO md 
(mgO2/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
4:00 88 128 
10:00 88 127 
16:00 88 106 
6 
 
22:00 74 
85 
 
116 
119 
 
0,78 
2,07 3916,57 10373,16 
4:00 85 116 
10:00 77 106 
16:00 75 106 
7 
22:00 72 
77 
 
110 
109 
 
0,85 
2,19 4257,39 10960,32 
4:00 76 108 
10:00 70 74 
16:00 85 81 
8 
22:00 82 
78 
 
83 
87 
 
0,88 
2,30 4388,09 11478,41 
4:00 78 81 
10:00 82 82 
16:00 76 81 
9 
22:00 70 
77 
 
82 
81 
 
0,81 
2,35 4072,82 11731,69 
4:00 79 79 
10:00 81 82 
16:00 78 82 
10 
22:00 
70 
77 
 
85 
82 
 
0,85 
2,35 4264,72 11766,23 
 
 
126 
Quadro 2 – Fase experimental 2 – Id 1 a 2 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 230 221 507 469 0,05 0,21 109,91 473,84 
1 
22:00 212  430      
10:00 225 214 323 293 0,08 1,18 186,66 2633,14 
2 
22:00 204  263      
10:00 200 195 278 261 0,19 1,36 429,82 3022,02 
3 
22:00 189  245      
10:00 185 168 220 220 0,34 1,59 752,18 3526,54 
4 
22:00 152  220      
10:00 151 135 177 179 0,52 1,81 1166,03 4028,51 
5 
22:00 118  181      
10:00 116 116 181 177 0,63 1,83 1399,36 4055,63 
6 
22:00 115  173      
10:00 114 104 115 127 0,69 2,10 1536,16 4676,30 
7 
22:00 95  138      
10:00 97 97 148 116 0,73 2,16 1627,16 4802,69 
8 
22:00 97  85      
10:00 100 98 71 114 0,73 2,17 1619,18 4829,81 
9 
22:00 96  157      
10:00 104,1 104,6 102 108,0 0,69 2,21 1539,36 4910,14 
10 
22:00 105,2  113      
 
127 
Quadro 3 – Fase experimental 2 – Id 2 a 3 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 230 220 507 446 0,06 0,34 92,10 570,27 
1 
22:00 210  384      
10:00 195 198 324 302 0,18 1,14 291,97 1892,73 
2 
22:00 201  280      
10:00 195 181 259 259 0,27 1,38 449,00 2291,84 
3 
22:00 167  259      
10:00 168 168 170 170 0,34 1,86 565,52 3105,42 
4 
22:00 168  170      
10:00 158 138 144 169 0,51 1,87 845,05 3120,78 
5 
22:00 118  194      
10:00 120 114 164 170 0,64 1,86 1063,80 3105,42 
6 
22:00 108  177      
10:00 124 108 162 162 0,67 1,91 1114,73 3182,18 
7 
22:00 93  162      
10:00 105 93 154 116 0,75 2,16 1254,22 3604,32 
8 
22:00 82  79      
10:00 84 101 82 97 0,71 2,27 1187,86 3780,85 
9 
22:00 117  112      
10:00 109 104 74 99 0,69 2,26 1156,73 3765,50 
10 
22:00 98,9  124      
 
128 
Quadro 4 – Fase experimental 2 – Id 3 a 4 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 230 203 507 401 0,15 0,59 161,18 655,73 
1 
22:00 177  294      
10:00 188 170 248 276 0,33 1,28 366,88 1421,46 
2 
22:00 152  304      
10:00 171 161 249 240 0,38 1,48 423,37 1641,49 
3 
22:00 150  231      
10:00 150 123 207 171 0,59 1,86 657,19 2064,40 
4 
22:00 96  135      
10:00 93 101 135 134 0,71 2,06 788,84 2290,31 
5 
22:00 109  134      
10:00 103 99 127 124 0,72 2,12 801,18 2351,71 
6 
22:00 95  122      
10:00 103 105 134 117 0,69 2,16 767,53 2397,00 
7 
22:00 106  100      
10:00 95 94 103 109 0,75 2,20 829,98 2447,40 
8 
22:00 94  115      
10:00 95 92 124 115 0,76 2,17 845,42 2411,58 
9 
22:00 89  106      
10:00 94 97 105 81 0,73 2,36 813,46 2617,79 
10 
22:00 101  57      
 
129 
Quadro 5 – Fase experimental 2 – Id 4 a 5 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 230 174 507 340 0,31 0,93 255,13 772,52 
1 
22:00 119  172      
10:00 82 79 246 260 0,83 1,37 693,29 1137,67 
2 
22:00 76  275      
10:00 90 81 136 106 0,82 2,22 683,34 1849,55 
3 
22:00 73  75      
10:00 74 85 79 100 0,80 2,25 664,55 1874,50 
4 
22:00 96  122      
10:00 74 86 126 102 0,80 2,24 663,77 1866,25 
5 
22:00 97  79      
10:00 90 86 137 79 0,79 2,37 661,95 1974,28 
6 
22:00 82  206      
10:00 97 84 67 72 0,80 2,41 669,98 2005,55 
7 
22:00 72  77      
10:00 91 80 76 78 0,83 2,37 688,68 1977,54 
8 
22:00 69  80      
10:00 91 82 90 78 0,82 2,38 679,47 1979,46 
9 
22:00 73  66      
10:00 92 83 77 78 0,81 2,37 676,55 1978,12 
10 
22:00 73  79      
 
130 
Quadro 6 – Fase experimental 2 – Id 5 a 6 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 230 145 507 405 0,39 0,57 179,20 258,10 
1 
22:00 87  302      
10:00 84  177      
2 
22:00 73 79 179 178 0,83 1,82 378,95 828,09 
10:00 85  189      
3 
22:00 71 78 186 187 0,84 1,77 380,84 804,44 
10:00 83  190      
4 
22:00 80 82 120 155 0,82 1,95 371,78 885,45 
10:00 95  124      
5 
22:00 62 79 123 124 0,83 2,12 378,90 964,26 
10:00 73  122      
6 
22:00 82 78 77 100 0,84 2,25 381,62 1023,61 
10:00 81  77      
7 
22:00 75 78 76 76 0,84 2,38 381,30 1083,26 
10:00 85  77      
8 
22:00 72 78 77 77 0,84 2,38 380,22 1081,17 
10:00 85  75      
9 
22:00 72 79 77 76 0,83 2,39 379,15 1084,31 
10:00 76  76      
10 
22:00 81 78 77 77 0,84 2,38 379,84 1082,22 
 
131 
Quadro 7 – Fase experimental 2 – Ensaio Contínuo 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 230 230 507 502 0,00 0,03 1,52 159,34 
1 
22:00 229  496      
10:00 215 213 432 431 0,09 0,43 198,33 944,78 
2 
22:00 212  429      
10:00 196 186 367 335 0,24 0,95 398,35 1584,95 
3 
22:00 177  304      
10:00 175 174 259 249 0,31 1,43 342,01 1584,69 
4 
22:00 173  239      
10:00 170 169 204 193 0,33 1,74 277,23 1449,40 
5 
22:00 168  181      
10:00 167 166 177 172 0,35 1,85 159,88 841,70 
6 
22:00 165  167      
10:00 162 161 158 151 0,38 1,97 173,32 896,46 
7 
22:00 159  143      
10:00 154 142 139 128 0,48 2,10 220,04 953,98 
8 
22:00 130  116      
10:00 115 111 115 113 0,66 2,18 298,54 989,40 
9 
22:00 107  112      
10:00 107 106 110 110 0,68 2,20 309,97 998,57 
10 
22:00 106  110      
 


 
132 
 
 
 
 
 
 
ANEXO 3 
 
Quadros 1 a 7 – Resultados obtidos durante a Fase 3 para as várias idades de 
biofilme analisadas e para o ensaio contínuo.  
 
- Valores expressos em DOC e CQO (valores registados e valores 
médios diários).  
- Fluxos mássicos por unidade de área e por unidade de volume de 
biofilme. 
 
 
 
 
133 
Quadro 1 – Fase experimental 3 – Id 0,5 a 1 
Dia de 
Ensaio 
 
 
 
Hora de 
Recolha 
DOC 
(mgC/l) 
DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
22:00 510 999 
4:00 500 844 
10:00 481 805 
16:00 227 662 
1 
22:00 190 
381 
 
510 
764 0,08 0,54 395,12 2694,03 
4:00 184 477 
10:00 175 454 
16:00 155 450 
2 
22:00 148 
165 
 445 
456 1,81 2,86 9040,75 14322,10 
4:00 148 434 
10:00 145 429 
16:00 145 424 
3 
22:00 145 
146 
 407 
423 2,01 3,11 10027,18 15565,50 
4:00 144 392 
10:00 144 384 
16:00 144, 372 
4 
22:00 143 
144 
 344 
373 2,02 3,34 10091,69 16716,80 
4:00 142 335 
10:00 142 310 
16:00 142 304 
5 
22:00 140 
142 
 284 
308,58 2,03 3,72 10139,77 18604,92 
 
134 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
4:00 139 272 
10:00 138 265 
16:00 138 260 
6 
 
22:00 137 
138 
250 
262 2,05 4,01 10243,39 20055,55 
4:00 136 239 
10:00 136 227 
16:00 135 214 
7 
22:00 135 136 204 
221 
2,06 4,21 10318,55 21045,66 
4:00 133 179, 
10:00 132 170 
16:00 131 170 
8 
22:00 131 132 165 
171 
2,08 4,49 10385,00 22473,27 
4:00 127 174 
10:00 126 170 
16:00 125 155 
9 
22:00 125 
126 
 152 
163 
2,11 4,60 10541,53 23002,86 
4:00 126 159 
10:00 125 159 
16:00 125 165 
10 
22:00 
125 126 169 
163 
2,12 4,67 10623,04 23348,25 
 
 
135 
Quadro 2 – Fase experimental 3 – Id 1 a 2 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 510 445 1000 800 0,35 1,11 787,79 2456,09 
1 
22:00 381  600      
10:00 294 254 525 467 1,41 2,95 3133,98 6549,59 
2 
22:00 215  409      
10:00 175 175 347 339 1,85 3,65 4107,20 8115,35 
3 
22:00 175  332      
10:00 164 166 240 240 1,90 4,20 4223,87 933316 
4 
22:00 167  240      
10:00 159 150 212 269 1,99 4,04 4416,67 8974,98 
5 
22:00 141  327      
10:00 140 137 259 220 2,06 4,31 4571,41 9578,77 
6 
22:00 135  182      
10:00 129 129 179 189 2,11 4,49 4679,47 9967,65 
7 
22:00 128  199      
10:00 127 128 172 174 2,11 4,57 4689,30 10151,86 
8 
22:00 128  175      
10:00 129 128 175 171 2,11 4,58 4685,00 10182,56 
9 
22:00 128  167      
10:00 127 128 185 172 2,11 4,58 4689,30 10172,33 
10 
22:00 128  159      
 
136 
Quadro 3 – Fase experimental 3 – Id 2 a 3 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 510 435 1000 820 0,41 0,99 690,78 1657,86 
1 
22:00 360  640      
10:00 215 193 574 564 1,75 2,41 2919,68 4021,86 
2 
22:00 170  554      
10:00 175 168 494 474 1,89 2,91 3143,49 4850,79 
3 
22:00 161  454      
10:00 161 159 415 371 1,94 3,48 3232,83 5794,85 
4 
22:00 156  327      
10:00 143 135 245 231 2,07 4,25 3452,50 7084,30 
5 
22:00 127  217      
10:00 126 128 192 183 2,11 4,52 3518,82 7529,47 
6 
22:00 129  174      
10:00 125 127 185 170 2,12 4,59 3527,11 7644,60 
7 
22:00 128  155      
10:00 128 128 200 172 2,11 4,58 3519,28 7629,24 
8 
22:00 127  144      
10:00 126 127 179 170 2,11 4,59 3523,42 7644,60 
9 
22:00 128  162      
10:00 128 128 175 171 2,11 4,58 3518,82 7636,92 
10 
22:00 127  167      
 
137 
Quadro 4 – Fase experimental 3 – Id 3 a 4 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 510 350 1000 656,5 0,88 1,90 980,90 2113,26 
1 
22:00 190  312      
10:00 178 178 524 397 1,83 3,33 2035,80 3704,61 
2 
22:00 178  270      
10:00 175 175 262 261 1,85 4,08 2057,29 4538,66 
3 
22:00 175  260      
10:00 159 154 249 247 1,97 4,16 2183,78 4625,65 
4 
22:00 149  245      
10:00 144 142 242 236 2,03 4,22 2258,99 4692,16 
5 
22:00 140  230      
10:00 136 133 225 221 2,08 4,31 2312,23 4784,27 
6 
22:00 130  217      
10:00 128 128 214 213 2,11 4,35 2344,59 4835,44 
7 
22:00 127  212      
10:00 126 126 212 212 2,12 4,36 2356,53 4840,55 
8 
22:00 126  212      
10:00 126 126 212 210 2,12 4,37 2357,54 4850,79 
9 
22:00 126  209      
10:00 126 126 210 211 2,12 4,36 2357,61 4845,67 
10 
22:00 126  212      
 
138 
Quadro 5 – Fase experimental 3 – Id 4 a 5 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 510 351 1000 932 0,87 0,38 729,00 314,69 
1 
22:00 193  864      
10:00 188 185 767 674 1,79 1,81 1495,07 1504,36 
2 
22:00 182  580      
10:00 167 165 462 437 1,90 3,11 1587,17 2594,25 
3 
22:00 163  412,      
10:00 157 153 399 389 1,97 3,38 1641,75 2813,00 
4 
22:00 149  380      
10:00 142 139 337 332 2,05 3,69 1707,37 3077,79 
5 
22:00 136  327      
10:00 136 134 299 291 2,08 3,92 1730,17 3265,84 
6 
22:00 132  284      
10:00 131 128 254 239 2,11 4,20 1756,65 3503,77 
7 
22:00 126  225      
10:00 128 126 197 190 2,12 4,48 1766,32 3730,19 
8 
22:00 124  184      
10:00 125 127 177 177 2,12 4,55 1762,63 3791,60 
9 
22:00 129  177      
10:00 127 127 177 177 2,11 4,55 1762,17 3791,60 
10 
22:00 127  177      
 
139 
Quadro 6 – Fase experimental 3 – Id 5 a 6 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 510 309 1000 891 0,89 0,60 403,01 274,22 
1 
22:00 189  782      
10:00 185  727      
2 
22:00 180, 182 562 644 1,81 1,97 822,31 893,82 
10:00 163  429      
3 
22:00 160 162 390 409 1,92 3,27 874,07 1484,12 
10:00 155  367      
4 
22:00 150 152 347 357 1,97 3,56 897,43 1616,00 
10:00 140  320      
5 
22:00 133 136 290 305 2,06 3,84 937,86 1745,78 
10:00 132  274      
6 
22:00 132 132 254 264 2,09 4,07 948,62 1850,44 
10:00 130  250      
7 
22:00 125 127 227 239 2,11 4,21 960,05 1913,24 
10:00 127  197      
8 
22:00 124 125 164 180 2,12 4,53 965,20 2059,77 
10:00 125  174      
9 
22:00 126 126 180 177 2,12 4,55 964,32 2068,14 
10:00 126  174      
10 
22:00 126 126 180 177 2,12 4,55 963,57 2068,14 
 
140 
Quadro 7 – Fase experimental 3 – Ensaio contínuo 
Dia de 
Ensaio 
Hora de 
Recolha 
DOC (mgC/l) DOC md 
(mgC/l) 
CQO 
(mgO
2
/l) 
CQO md 
(mgO
2
/l) 
Q (S0-S1)/A 
(mgDOC/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/A 
(mgCQO/m
2
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgDOC/m
3
.h) 
Q (S0-S1)/V 
(mgCQO/m
3
.h) 
10:00 510 496 1000 903 0,08 0,54 395,82 2693,94 
1 
22:00 481  805      
10:00 399 391 600 578 0,66 2,33 1465,06 5188,21 
2 
22:00 381,  555      
10:00 285 247 463 431 1,45 3,14 2418,18 5241,31 
3 
22:00 209  399      
10:00 175 171 329 312 1,87 3,80 2080,93 4224,28 
4 
22:00 166  295      
10:00 160 157 287 270 1,95 4,04 1625,86 3363,24 
5 
22:00 153  253      
10:00 140 136 249 244 2,07 4,18 939,46 1899,05 
6 
22:00 131  239      
10:00 127 126 222 221 2,12 4,31 964,20 1958,58 
7 
22:00 125  219      
10:00 124 126 200 197 2,13 4,44 968,97 2019,24 
8 
22:00 124  193      
10:00 124 124 185 183 2,13 4,52 969,47 2053,66 
9 
22:00 124  180      
10:00 124 124 179 179 2,13 4,54 969,98 2062,32 
10 
22:00 124  179      
 
141